Voyons les résultats sur divers sujets planctoniques  et ce qu’ apporte l’examen à postériori de ces lames pour retrouver des détails qui ont échappé aux premières observations

Images d’autres siphonophores ici (Physionectae ):

https://www.researchgate.net/publication/384964925_Unexpected_diversity_and_novel_lineages_in_the_cosmopolitan_genus_Nanomia_Cnidaria_Siphonophorae_Physonectae

Les échantillons ont été observés dans les heures qui suivent la récolte et remis à l’eau . On va présenter les espèces les plus originales, mais l’inventaire n’est pas exhaustif ….Il y a aussi : pleurosigma, licmophora, ardissiona, cylindrothéca, striatella, amphora...pour les diatomées les plus représentées, copépodes à divers stades de développement, véligers d’escargots...peu ou pas de larves à cette époque . Voir ici pour autres espèces :https://forum.MikrOscOpia.com/topic/19993-diatom%C3%A9es-de-m%C3%A9diterran%C3%A9e/#comment-82904

Voici donc ce qui a pu être observé : pour le phytoplancton :

diatomée coscinodiscus : La surface n’est pas plane mais bombée et exceptionnellement j’ai utilisé Combine Z sur 4 images. Diamètre 210 µm : visible à l’oeil sur une lame bien éclairée.

Rhizosolenia styliformis : Elles forment de longues chaînes de parfois 5 ou 6 individus

Plus rare : avec deux niveaux de mise au point : Rhabdonema adriaticum que j’avais confondu avec fragilaria

Une espèce rare aussi : Bleakeleya notata de la famille des Fragilariaceae

Une autre peu commune biddulphia challengerii qui n ‘est pas plate mais a la forme d’un oreiller 

Les dinoflagellées sont plus nombreuses à cette époque : ceratium fusus En médaillon détail au X 40

Ceratium symétricum et ceratium furca à droite

Une image plus détaillée où l’on voit le flagelle en mouvement qui tire le spécimen (déplacement vers la droite)

Gymnodinium la flèche montre une boucle du flagelle transverse enroulé dans la gouttière

Protoperidinium vue de coté et de dessus du même spécimen (au x 15)

Il y avait aussi dans l’échantillon quelques euglènes mais pas beaucoup de diatomées…

Voici une observation rapide (quand on rentre de la séance RAKU à plus de 100 km de la maison on a quelques autres priorités ! ) ; il ne faut pas garder l’échantillon tel quel plus de 24 heures car beaucoup d’espèces peuvent disparaître ou être mangées par d’autres . On peut dès que possible séparer des spécimens intéressants avec une micropipette et essayer de les cultiver dans un environnement approprié : par exemple prendre suffisamment d’eau du lieu de prélèvement en plus de l’échantillon lui même. En effet dans le cas présent, à 100 km de distance, la composition des eaux locales peut être très différente d’une région à terrains calcaires par rapport à une autre à terrains granitiques.

Le chaetognathe : étrange créature

Jean-Marie Cavanihac,

Au delà des surprises que l’observation microscopique nous réserve, se pose - rapidement - aux amateurs que nous sommes, la difficulté d’ identification d’un sujet. Pour illustrer ce propos mais aussi pour présenter un sujet fort intrigant, voici un remake en "VF" de mon premier article de microscopie, paru dans le magazine Anglais Micscape.……

 Lorsque j’ai repris la pratique de la microscopie, à l’occasion de la récupération d’un microscope Wild M 20, au siècle dernier (hé oui, c’était avant l’an 2000 ! ) , je ne partais pas tout à fait de zéro, (je savais à quoi ressemblaient un protozoaire, un rotifère, un tardigrade ou même une euglène …) mais j’avais cependant de fortes lacunes en biologie et surtout en taxonomie !

La première grosse interrogation se manifesta le jour ou j’observais ce sujet : En fait il y avait deux spécimens dans le prélèvement, les voici en fond noir et clair; images composées à partir de plusieurs images format 384 x 288 de ma caméra N&B (image en fond clair colorisée manuellement !)

Comme je n’avais aucune (mais alors aucune !) idée de ce que cela pouvait être je désignais les images sous le nom de code PVnnn , dans mes " X files " (autrement dit mes dossiers d’inconnus : PV étant les initiales de Poisson Vorace, bien que je savais qu’il ne s’agissait pas d’un poisson ! )

Là se pose la question de fond : où chercher quand on ne sais pas ce qu’on cherche (le guide du chercheur dit : " quand on ne sait pas ce qu’on cherche, on ne sait pas ce qu’on trouve ! " ce qui ne nous avance pas vraiment ). Les débuts d’internet n’apportaient pas grand chose (et même encore aujourd’hui si on n’a pas les mots clés !) …Je passais des heures à associer les mots clés (en français et anglais ) Plancton/plankton, zooplancton/ zooplankton, Copepode and predateur (copepod /and predatory) ….la recherche sur plankton + Microscopy me présenta dans les premières occurrences du moteur de recherche Altavista (à l’époque) le site anglais Microscopy–UK (éditeur de Micscape) ** je vous parle d’un temps ou la liste et le forum n’existaient encore que dans l’esprit de Michel !

Après avoir lu plusieurs articles d’archive de Micscape Library, je repérais quelques microscopistes (peu !) qui semblaient s’intéresser au plancton dont Wim Van Egmond dont les magnifiques images de diatomées et de larves de crustacés me laissaient rêveur. Mon niveau en Anglais tendant vers le zéro (pas absolu mais presque !) … je fus un peu rassuré en sachant que Wim était néerlandais et donc excuserai mes fautes d’expression. (de plus la France n’ayant jamais eu de contentieux guerrier avec les pays bas, je ne risquais pas de provoquer un nouveau Waterloo !! ) ..j’envoyais donc un message accompagné des photos aux éditeurs de Micscape , qui me routèrent aimablement vers d’autres amateurs (dont Wim, ce qui confirmait ma première impression) .. et je dois dire que l’excellent accueil qui me fut fait par les un et les autres me réconcilia avec la langue de Shakespeare …

La réponse arriva : il s’agissait d’un chaetognathe, probablement de l'espèce Sagitta. J’appris aussi que ces créatures sont plus connues en anglais sous le nom d’ " arrow worm " ou " vers en forme de flèche " (vous voyez pourquoi !) .. Bien que mes images aient été de piètre qualité, le sujet semblait assez rare et Wim m’encouragea à écrire mon premier article en me proposant aimablement son aide pour le mettre en page , ce dont je le remercie encore chaleureusement.

Ce qui fut fait et mon tout premier article de microscopie " the chaetognathe a strange creature " est à cette adresse :
http://www.microscopy-uk.org.uk/mag/artjan00/chaet.html

Ci dessous quelques autres spécimens rencontrés depuis: probablement de l'espèce Spadella, (le dernier étant une image reconstituée à partir des images petit champ d'une autre caméra Cmos analogique, mais couleur cette fois !)

Mais revenons à la première observation : j’essayais d’approfondir la connaissance de l'animal : la partie la plus impressionnante est bien évidemment les ‘crocs’ qui servent à la préhension des proies : voici une image en détail de la tête : les crocs sortent ici par compression sous la lamelle. (Image à l'APN Pentax Optio M10 6 mpx)

Le système digestif est rudimentaire et transparent : les proies y avancent grâce à des contractions de la musculature et sont digérées en 45 minutes environ ; sur le Sagitta une sorte de couronne ciliée est visible à l’arrière de la tête mais sa fonction reste obscure.

Détail de la couronne ciliée.

Image caméra N&B

On remarque aussi sur les premiers spécimens , de part et d'autre de la nageoire caudale, deux sortes de taches, que je pris, dans un premier temps, pour des ventouses ou des zones adhésives car l’animal pouvait se fixer au fond en restant à l’affût. (ce qui ne simplifie pas sa capture !) Il ne repose pas à plat mais avec la partie antérieure du corps dressée à environ 20° un peu comme un reptile à l’affût. En fait il existe bien une sorte de ventouse centrale aux alentours de l'anus. Pendant que j’observais , je vis ces taches se dégonfler et se vider en émettant des filaments : voir un phénomène inconnu sur un animal inconnu vous place quasiment face à un extra terrestre ! Mon hypothèse de ventouses n’était pas la bonne : il s’agissait en réalité de vésicules spermatiques que ces animaux hermaphrodites peuvent échanger avec un de leurs congénères ! et les filaments qui s’agitaient n’étaient autre que des spermatozoïdes !! (cette précision me fut aimablement apportée un peu plus tard par un biologiste d'un célèbre institut américain, qui m'envoya spontanément un E mail , me permettant ainsi de rectifier l'article.)

Sur une observation ultérieure d'une autre espèce, je rencontrais dans la partie inférieure cette fois des structures sphériques qui étaient probablement des ovocytes ou des embryons ,

car quelques jours plus tard j’eu la surprise de voir apparaître des mini chaetognathes dans la boite à culture où j’avais placé le spécimen.

Depuis cette première observation, j'ai rencontré d'autres spécimens, que j'ai photographiés avec des moyens nouveaux (caméra couleur CCD analogique, puis Appareil photo numérique 6 megapixels...) par exemple ci dessous image en fond clair, Appareil photo Numérique au X 15 avec collages d' une dizaine d'images :

Un détail de la tète , comme elle n'est pas horizontale l'image a été obtenue par fusion de deux images prises sur des plans légèrement différents : les yeux sont constitués chacun de 5 cupules contenant les cellules rétiniennes. L'image de droite montre un détail des "crocs" de capture au x 40 :

Pour faire sérieux , une de mes références (Biologie animale, 2° cycle -agrégation) donne la classification suivante : métazoaires triploblastiques, coelomates, deutérostomiens à symétrie bilatérale (si, si, je n'invente rien !!) . Le genre principal est Sagitta, mais il existe aussi l' espèce : Spadella. Leur corps porte des soies, constituées de chitine comme les "crocs", ce qui est tout à fait exceptionnel et leur servent à repérer les proies par les vibrations dues à leur nage . .. ceci pour conclure qu'il s'agit du groupe le plus isolé du règne animal... bon, pour une première observation, j' étais tombé sur un sujet ... inclassable !!

Mais le prédateur peut aussi se faire " prédater " : les chaetognathes représentent à certaines périodes de l'année une population presque aussi importante que celle des copépodes et servent d'alimentation de base pour les alevins de poissons. D'autres prédateurs les guettent aussi, j' en ai vu capturés par de micro méduses et comme exemple, cette image (Aiptek Pencam SD2) où l’on voit très bien, à droite, la tête d’un chaetognathe dont le corps est déjà enroulé à l’intérieur de quelque chose qui l’aspire, le quelque chose étant bien évidemment un… GPCnnn (pour Grand Prédateur de Chaetognathes… !!)… dont les images ont aussi rejoint les " X files " en attente de détermination …

Perpetuum mobile ! (pour les non latinistes : mouvement perpétuel !)

Petite conclusion, à l'attention des timides, de ceux qui n'osent pas montrer leurs travaux .... j'espère que mes premières photos d'origine vues plus haut obtenues avec caméra N & B, vous enlèveront tout complexe quand à la qualité d'image !!! Pourvu que le sujet soit suffisamment net et complet, de telles images sont suffisantes pour identifier, publier, et à titre d'anecdote la toute première image en haut de cet article (en fond noir ) m'a été demandée et reprise sur le Web par des organismes scientifiques et d'enseignement.

JMC

RHODOPHYTES
 

JM CAVANIHAC

FORMES LARVAIRE DU PLANCTON MARIN

ou les surprises de la Métamorphose

par Jean-Marie Cavanihac

Hé bien, il en est de même pour les créatures marines, et les adultes sont souvent très différents de leurs formes larvaires. Mais j'ai parfois l'impression que le processus fonctionne à l'envers : ici la larve est souvent bien plus belle que l'adulte, du point de vue microscopique parlant, mais pas seulement. L'intérêt de formes larvaires qui sont souvent nageuses alors que les adultes sont sédentaires voire fixés, est bien entendu, de permettre une plus grande dissémination de l'espèce.

Pour illustrer ces constatations voici quelques exemples en images
 

Voici la larve d'une variété echinocardiun cordatum et dessous celle de la variété commune sur nos cotes : strongylocentrotus . Le squelette calcaire de la larve est du plus bel effet en lumière polarisée.

Restons encore dans la famille des échinodermes avec la famille des étoiles de mer : ophiurides dont voici une larve et un jeune adulte en animation.
 

Plus proches de nous les Tuniciers : leur forme adulte n'est pas non plus attirante. Ceux qui ont déjà vu des Violets (" Bijus " en Provence ) chez l'écailler se sont sans doute demandés ce que c'était que ces 'patates' . Les formes adultes sont des sacs avec un siphon entrant et un sortant et elles filtrent l'eau de mer au moyen de fentes ciliées internes.

Voici la larve d'un tunicier avec l'œuf en médaillon ( ascidie probablement ) ainsi qu'un bouquet d'adultes et un jeune adulte (une semaine ) encore transparent :
 

Autre genre : cirripèdes : la balane : là je suis sûr que vous allez comprendre mes propos d'un peu plus haut. La larve passe par deux stades : le nauplius qui ressemble à celui d 'un copépode mais possède des 'cornes', puis la forme Cypris qui ne se nourrit pas et dispose d'un mois pour se fixer, avant de donner l’adulte dont vous avez un exemplaire et une animation ci dessous. L’adulte capte le micro plancton avec ses pattes transformées en cirres. La balane est du genre envahissant : on peut en quelques mois, en avoir 400 au mètre carré sur une coque de bateau ce qui freine très nettement son l’allure !. Par ailleurs leurs coquilles calcaires pyramidales formés de plusieurs plaques, sont des causes de coupures lorsque on se frotte contre elles et déchirent même les combinaisons de plongée … sympathique je vous dis ! ...

Les crabes ont deux stades larvaires le stade Zoéa et le stade mégalops , le premier étant illustré ci dessous ....
Et l'image suivante montre la larve du crabe porcelaine (qui est en réalité de la famille du homard) qui est très spectaculaire avec ces longs appendices lui permettant de flotter

Encore une autre classe, celle des bryozoaires qui forment des colonies de 5 à 10 cm avec des milliers d'individus : la larve est une planula ciliée très opaque qui se fixe et se métamorphose aussitôt en un individu qui lui même se mets à bourgeonner pour former la colonie. j'ai eu la chance que ce phénomène se passe dans ma boite de petri et voici le premier élément de la colonie avec son pied de fixation.
 

Ce n'était qu'un petit échantillon de ces métamorphoses marines et la difficulté (l'intérêt aussi) est de déterminer à quelle famille appartient une larve trouvée isolément !

JMC

Comme je dis souvent, l'observation de la faune et de la flore aquatique constitue un bon début pour devenir passionné de microscopie. Le milieu liquide facilite en effet l'observation par transparence et la majorité des sujets ne demandent aucune préparation. De plus la recherche des échantillons nous fait aussi souvent découvrir des lieux agréables !

Lors de nos premières observations, nous sommes attirés (les plus jeunes surtout…) par tout ce qui bouge et nos premiers sujets d'émerveillement sont, bien sûr, les protozoaires… mais ceux ci sont rapides et ne nous laissent que peu de temps pour les admirer. Fort heureusement nous avons d'autres petits amis dont certains veulent bien prendre la pose : ce sont les rotifères. Leur surnom anglais 'wheel animalcules '' = petits animaux à roues, décrit parfaitement les individus les plus représentatifs de l'espèce. En effet les rotifères portent sur leur 'tête' des petites couronnes de cils tournant en sens inverse qui rabattent les particules nutritives vers leur bouche. Ils me font penser irrésistiblement à ces brosses rotatives pour faire reluire les parquets ou nettoyer les moquettes. Il ont été 'honteusement' copiés, dans ces véhicules de voirie équipés de deux brosses tournantes en sens contraire de part et d'autre du pare choc avant et qui ramènent les feuilles des caniveaux vers un tube d'aspiration central : voilà un gigantesque rotifère mécanique ! comme quoi l'homme n'a rien inventé…

Les 'roues' ont aussi une fonction de locomotion et permettent à certaines espèces de se déplacer très rapidement . Chez d'autres elles sont plus discrètes et les déplacements se font par reptation. Sans doute pour nous permettre de mieux les admirer, (serait ce un brin de coquetterie ? … car se sont en majorité des femelles parthénogéniques, qui se reproduisent donc en donnant d'autres femelles identiques..! ) les rotifères se fixent par leur 'pied' sur des supports divers, algues filamenteuse, débris végétaux. Ce pied contient en effet une glande sécrétant une substance adhésive. Mais ils sont aussi capables de s'en détacher rapidement. Ils possèdent la faculté de rétracter les couronnes ciliaires si celles ci sont heurtées par un objet ou un protozoaire véloce ! Comme ils sont transparents leurs organes internes sont très visibles, l'un d'eux en particulier au centre: le 'mastax' qui est un organe masticateur pratiquement toujours en mouvement : la forme de ses mâchoires chitineuses (trophi) diffère selon les espèces et constitue aussi un moyen d'identification . Voici une famille de philodina : Il est possible de les 'cultiver' si le milieu contient des micro algues et parfois la levure de boulanger (préalablement bouillie pendant 10 mn pour l'inactiver et éviter les contaminations) peut 'dépanner' pendant quelque temps … L'introduction de levure très diluée, permet d'ailleurs de matérialiser les forts courants engendrés par les roues ! N'essayez pas de faire des préparations définitives, elles sont décevantes, car les rotifères se contractent si le milieu leur déplaît (le formol tout particulièrement…) et deviennent méconnaissables et puis ce serait triste de tuer ces animaux si attachants…     D'ailleurs cette faculté de se rétracter et de suspendre leur métabolisme leur permet de résister à des conditions extrêmes dont la sécheresse totale. Et vous constaterez souvent que, dans un prélèvement ou il n'y a aucun rotifère 'identifiable' le premier jour , vous en trouverez des quantités quelques jours après. Voir les très beaux articles de Christian Colin dans le magazine. D'autres fois il y en a énormément dans le premier jour du prélèvement et le lendemain ils ont tous 'disparu' en formant leurs kystes de résistance. Mais je parle, je parle, et je vous entends penser très fort "des images ! des images !" pour voir à quoi ressemblent ces étonnants métazoaires, pour ceux qui n'en ont jamais rencontré (serait ce possible …? ) … ou pour les autres qui apprécieront leur diversité de formes surprenante … Une dernière précision, si les rotifères sont bien représentés dans les ruisseaux (calmes), mares, pièces d'eau et fontaines des jardins public, bacs des jardineries (plantes aquatiques) , aquariums, vieux bac à fleur plein d'eau au fond du jardin… il en existe aussi des espèces marines identiques à certaines espèces terrestres.   Voici une petite galerie d'images qui pourra modestement aider, je l'espère, à l'identification des espèces les plus communes et même …de celles qui ne ressemblent pas au modèle 'standard ' ! Toutes prises au X 15   Rotifer vulgaris L'un des plus fréquent : le Rotifer vulgaris (rotifère présent dans les mousses) avec un mode de locomotion ressemblant à celui d'une chenille. Ses couronnes de cils sont très réduites et ressemblent d'avantage à des moustaches !   Très courants aussi mais petits (parfois plus petits qu'un protozoaire..) Lepadella lecane Autre grand classique : Brachionus avec une multitude de variations dans l'espèce . Ils sont souvent 'cultivés' intensément pour la nourriture de larves de poissons. (voir sur le web ). L'image en montre un transportant ses 3 œufs. Noter la tache rouge qui constitue un organe sensible à la lumière.  Classique aussi le placide Euchlanis , relativement gros , calme et facile à étudier :   Un peu plus 'rare' et difficile à immobiliser : Synchaeta : c'est l'exemple type d'un rotifère qui existe en version "eau douce et eau salée" . Il dispose de sortes de poils sensitifs   Autre version du Synchaeta très transparent . Les deux spécimens sont d'origine marine .   Mytilina avec quelques cornes antérieures et postérieures …     Un spécimen rare : Cupelopagis vorax grand amateur de rotifères  qu'il capture avec sa "nasse" que l'on voit à gauche !    A suivre

HYDROMEDUSES

Jean-Marie Cavanihac,

Lorsque l' été approche , prés de nos côtes apparaissent des centaines de petites méduses roses (de l'espèce aurélia) . Celles ci sont inoffensives mais le contact avec les tentacules de grosses méduses peut causer des chocs allergiques sérieux et même laisser des cicatrices.

Mais d'où vient le mot méduse (nos amis anglo saxon les appellent jelly fishes: littéralement poisson gélatineux )

Rappelez vous vos souvenirs de la mythologie Grecque : en ce temps là il y avait les trois Gorgones qui vivaient prés du Jardin des Hespérides et l'une d'entre elle s' appelait Méduse. Elle est traditionnellement représentée avec des serpents dans ses cheveux et les pauvres humains qui croisaient son regard étaient changés en pierre. L' histoire raconte qu'elle fut vaincue par Persée qui fit don de la tête de Méduse à Athéna , la déesse protectrice d'Athènes...En effet en Grec Méduse signifie "qui protège' . Est ce la légende qui a donné son nom à ces créatures aquatiques ? le fait est, que les grosses méduses ont des tentacules pendants qui ressemblent à des mèches de cheveux qui se tortillent (d'ou la référence aux serpents ! ) et effectivement un poisson qui touche ceux ci se voit injecter une toxine paralysante (qui ne le change pas pour autant en pierre mais le pétrifie cependant !)

Fort heureusement pour nous, les variétés de méduses microscopiques sont inoffensives et nous pouvons observer leurs gracieux mouvements : en voici quelques exemples ci dessous

Mais comment sont produites ces méduses ? la forme la plus courante est engendrée par le bourgeonnement d'un polype fixé au fond . La méduse représente une forme sexuée permettant la reproduction et la dissémination de l'espèce : chez l'obélia le polype développe des individus spécialisés qui contiennent des petites méduses : voici l'image d'un d'entre eux avec les bébés méduses se bousculant à la sortie ! A droite un individu 'normal' du polype mais rétracté :

Cependant on rencontre des formes sans polype telle cette photo assez rare de Dipurena gemmifera (image de gauche) qui présente la particularité d'avoir des bourgeons médusaires sur le manubrium

L'un des intérêts de l' obélia réside dans le fait que la méduse est assez plate, et qu'il est possible de voir en détail les organes internes comme, le manubrium et la bouche ouverte au centre, les 4 gonades ainsi que les canaux qui les traversent, photo ci dessous à gauche.

Voici un gros plan sur le manubrium d'une autre espèce de méduse :

On trouve souvent des spécimens en bon état de conservation qui illustrent bien leur mode de propulsion par réaction

Voici la photo d'une autre espèce de méduse que j'ai un peu 'bricolé' pour avoir nets, à la fois la bouche et le fond de l'ombrelle : il s'agit du montage de deux photos prises à des plans de focalisation différents.

Mais l'un des plus intéressant sujets à observer sont les tentacules qui constituent des outils de chasse sophistiqués : les tentacules sont couverts de cnidocytes qui produisent des nématocytes . Un nématocyte est une sorte de capsule chitineuse contenant un dard enroulé et un organe de déclenchement, le cninocil qui dépasse. Le cnidocil est sensible au contact mais probablement aussi à des substances chimiques émises par les proies. Lorsqu'il détecte celle ci, le dard est projeté avec violence et perce l'épiderme ou l'exo squelette de la proie. A ce moment là le venin est injecté. Il est difficile de voir le contenu du nématocyte( seulement avec le microscope électronique ) mais on peut provoquer leur décharge en ajoutant un peu de vinaigre sur la lame. L'animation ci dessous montre le déploiement d'un tentacule et les autres photos donnent le détail des nématocytes particulièrement visibles sur cette espèce. .

Un dernier détail que l'on peut facilement observer en particulier sur l'obélia ( photo de droite) est représenté par des statocytes qui sont des organes régissant l'équilibre et sont situés dans une sorte d'ampoule à la base des tentacules. Le statocyte contient un statolithe arrondi en matériau dense (calcaire ) qui appuie sur des fibres nerveuses et permet de transmettre les informations de mouvement au système nerveux simplifié de la méduse . La photo de gauche montre un statocyte sur le bord de l'ombrelle d'une hydromèduse.

Donc n'ayez plus peur des méduses : évitez simplement de les toucher (même si elles sont échouées sur la plage ! ) et observez les gracieux mouvements de leur ombrelle dans l'eau !

Cette sorte de fleur est l'adulte (partie sombre) et ses 'pétales' sont les jeunes larves qui sont prêtes à prendre leurs envol. Sur la vue en temps réel leurs cils commençaient à battre régulièrement.

Objectif x 15

Je recherchais alors un autre spécimen bourgeonnant et j'étais décidé à suivre pas à pas le processus pour ne pas manquer l'étape de la métamorphose des larves : j'en trouvais un et attendis le départ des larves. Je vous fais grâce des images intermédiaires et je vous propose cette 'bande dessinée' des aventures d'un des rejetons du suctoria.

Une fois la larve fixée, sur l'enveloppe du bugula (partie rougeâtre) j'ai pris des images à intervalles réguliers (1 toute les 2 minutes) sur plus d'une demi heure et obtenu l'animation ci dessous .

Ce qui est fascinant c'est la rapidité de la croissance : imaginez que, vous vous installiez pour faire une sieste sous un arbre à l'aspect inoffensif qui porte de grosses noix; pendant votre demi heure de sommeil, les noix tombent se mettent à pousser et vous vous réveillez entouré de mini vampires qui tendent vers vous leurs tentacules dans l'attente d'un bon repas (vous en l'occurrence !). Effrayant n'est ce pas ...

(Objectif x 15, mosaique de 5 images réduite de moitié)

Un joli coin pour grandir !

C'est parti pour la métamorphose !

Le monde microscopique est source d'étonnement perpétuel, surtout lorsque nous rencontrons des créatures étranges à l'apparence et au fonctionnement déroutant. Parfois je me prends à penser que les auteurs de films de science fiction ou autres Aliens, pourraient trouver dans le micromonde des créatures stupéfiantes ou effrayantes : il suffirait de multiplier leur taille par quelques milliers de fois ! .

Ainsi pourrait on parler des suctoria, protozoaires fixés par une tige non contractile et développant de gracieuses branches à partir de leur corps comme dans l'animation en lien ci dessous. Mais ne nous y trompons pas, ce sont de véritables petits vampires qui n'ont pas de cystosome (bouche) comme les autres protozoaires mais ces bouquets de tentacules avec lesquels ils capturent leurs proies . En effet elles portent à leurs extrémités des sortes de disques ou boules adhésives : ce n'est pas un protozoaire attachant mais franchement collant !

Quand un autre protozoaire touche l'un de ces disques, il reste collé et aussitôt, chez cette espèce tout au moins, d'autres tentacules s'abaissent et viennent l'immobiliser . Au début rien ne se passe et on voit les cils du protozoaire qui continuent de s'agiter. Mais si vous observez bien, un étrange ballet commence : les disques semblent avoir dissous la membrane du protozoaire et une sorte de flux de granules apparaît tout le long des tentacules comme si le cytoplasme de la proie était transféré goutte par goutte vers le suctoria. En quelques minute le protozoaire est vidé de sa substance , les cils s'arrêtent de fonctionner et la membrane vide et rétractée est rejetée.!

l'animation ci contre est prise en 5 minutes de temps réel. (x 40)
 

Souvent les débutants (de tous âges !) en microscopie se demandent ce qu'il pourraient bien se mettre d'intéressant sous la dent (traduisez : placer sous l'objectif ! ) . Voici une petite histoire (vécue) qui pourra leur donner des idées.

L'été dernier , pendant nos congés, je visitais avec ma femme, une petite ville prés de notre lieu de vacance dans le Sud Ouest de la France; vous savez ce que c'est : on visite, on prend des photos et au bout d'un moment on a un petit creux et envie de se reposer. Fort heureusement un jardin public était à deux pas et nous nous assîmes (dur, dur, le passé simple ! ) pour manger un gâteau . Nous regardions les hauts marronniers qui nous offraient leur ombre, et dont les feuilles s'agitaient sous la brise, les bosquets de fleurs vives, le joli petit pont de bois qui traversais une mare artificielle :.... une mare ai je dis ? mais il doit bien y avoir quelques créatures microscopiques dans celle ci !. Seulement voilà, je n'avais pas prévu cela et je n'avais pas de récipient pour prendre des échantillons d'eau ..que faire,? Je me rappelais alors que j'avais dans ma poche une boîte de film 35 mm et voici mon récipient tout trouvé.

L'animal bougeait lentement ses appendices et le contenu indistinct de l'abdomen me faisait penser à une forme larvaire. J'en trouvais un second quelques millimètres plus loin, puis dans l'ombre du bord de la boite de petri, je trouvais enfin la mère de ces bébés qui était une grosse puce d'eau : probablement Daphnia Obtusa : on voit dans l'image ci dessous les bébés sortant de la poche incubatrice . Ici encore un sujet que je n'avais jamais rencontré.

Je profite de l'occasion pour donner quelques conseils pratiques concernant l'observation des échantillons : en effet comme j'étais pressé je n'ai pas procédé de la façon habituelle et j'ai failli 'louper' la grosse daphnie dans l'ombre du bord de la boite de pétri… et il y en avait une et une seule dans le prélèvement ! . Habituellement pour ne rien laisser échapper dans les observations je procède ainsi :

3 - Prélever ensuite le dépôt du fond (sans agiter! ) par petites quantités, en l'étalant dans une boite de pétri de 40 à 60, mm de diamètre, ou une lame à puits bricolée et observer avec une forte loupe ou avec le plus faible grossissement du micro. Prélever les sujets intéressants avec une micro pipette et les déposer sur des lames (pas plus de trois à la fois sinon on ne sais plus ce que l'on a prélevé ) avant d'observer à grossissement plus fort . Je mets peu d'eau et rarement une lamelle (si sujet intéressant difficile de le récupérer sans l'abîmer pour le laisser évoluer dans le bocal) ou j'utilise une lame à puits. Lorsque l'on pense que l'on a épuisé l'intérêt du premier prélèvement , vider la boite dans un AUTRE récipient que celui d'origine (ne pas jeter !) et continuer le processus jusqu'à avoir complètement épuisé le dépôt au fond du premier récipient . Vous en avez pour un petit moment, mais ensuite cela va plus vite car vous rencontrez des choses que vous avez déjà vues dans les prélèvements précédents et on se concentre sur les nouveaux sujets. Pourquoi ne pas jeter les prélèvements 'étudiés' ? parce qu'en les conservant quelque temps, (vous pouvez tout remettre dans le flacon d'origine à la fin ) d'autres espèces de protozoaires apparaissent, des rotifères, des amibes également plus tard ; à la température ambiante des algues comme les spirogyres peuvent entrer en conjugaison etc... et pendant une quinzaine de jours vous pourrez observer d'autres sujets qui n'étaient pas là (ou sous formes de spores ou de kystes ) le premier jour.

JMC - 2003

Comment tout commença ? : après une longue et fatiguante observation dans une touffue forêt d'algues microscopiques, soudain, au détour d'un embranchement, je tombais sur ceci qui tenait fermement un fragment de ce qui avait dû être un copépode. :
 

Je me frottais les yeux, rougis par l'observation: était ce un fragment d'un minuscule E.T. ? Comme je ne connaissais pas de crustacés possédant des pinces à trois doigts, je rangeais cette image dans mes 'dossiers X' (des affaires non classées, j'en ai moi aussi ! ...) avec d'autres bizarreries biscornues. Mais la vérité était ailleurs comme je le constatais plus tard en étudiant les oursins.

L'oursin, dont les ancêtres sont apparus il y a 500 millions d'années, et sont présent dans de nombreux terrains fossilifères, appartient à la famille des échinodermes, de même que l' étoile de mer avec qui, il partage de nombreux points communs et en particulier une symétrie d'ordre 5.

Les oursins sont intéressants à plusieurs titres: ce sont des sujets pratiques pour étudier l'embryologie in vitro : un œuf fécondé se développe en quelques heures et divers stades de la larve peuvent être observés.

L'un des plus beaux est celui de la larve pluteus avec sa forme de flèche , qui n'avance pas toutefois dans le sens de la flèche mais à l'envers, les 'bras' oraux recouverts de cils rabattant la nourriture vers la bouche placée entre eux (à droite de la photo). Ces bras sont soutenus par des barres de calcaire constituant un véritable squelette interne :
 

D'abord une petite animation : je précise que l'objet en question est séparé depuis plusieurs heures de l'oursin et que manifestement il continue à travailler pour son propre compte ! (image à x 6)

!

Ce modèle n'est pas le seul outil dont dispose l'oursin : il en existe d'autres ci dessous, récoltés toujours sur le même individu avec des formes et modèles variés et des fonctions certainement spécialisées. Je vais arrêter là le suspense et identifier les objets inconnus : il s'agit de pédicellaires, qui sont plus nombreux autour de la bouche et servent à nettoyer le test et les abords de celle ci. Il est vrai que, contrairement à d'autres fruits de mer , les oursins paraissent toujours très propres sans algues, ni concrétions, ni parasites d'aucune sorte collés à eux.

Mais la surprise ne s'arrête pas là : on voit par transparence que les 'pinces' contiennent des structures osseuses qui leur assurent rigidité et articulation. Pour en savoir plus j' ai utilisé une solution de Dakin (c'est un antiseptique contenant du chlore stabilisé : l'eau de javel diluée fonctionne peut être mais contient de l'hydroxyde de sodium qui est caustique ) qui dissous la partie épidermique des pédicellaires sans attaquer les osselets, et on découvre des merveilles de finesse avec des systèmes d'articulation sophistiqués, des 'dents' ou des crénelures suivant la fonction du pédicellaire. Certains ont une tige rigide, d'autre un bras souple , les deux portant des cils vibratiles très fins mais que l'on peut deviner aux mouvements des particules environnantes. Sur les photos à droite un autre type d'os de pince et la même en lumière polarisée (X 15)
 

Il semble que ces structures aient un contrôle autonome (les cils de leur tige servent peut être de moyen de détection des intrus) et peuvent résister et continuer à bouger plus d'une semaine dans de l'eau de mer placée dans le réfrigérateur.

Les plus impressionnantes sont celles (globifères) qui possèdent les griffes ci dessous (x 6) (c'est celle de l'animation plus haut) : et dont le détail de la griffe indique qu'elles sont venimeuses et conçues pour injecter une substance toxique aux intrus : en effet un canal apparaît clairement dans la griffe supérieure sur la vue de droite (x 40) :

Il semble que ces structures aient un contrôle autonome (les cils de leur tige servent peut être de moyen de détection des intrus) et peuvent résister et continuer à bouger plus d'une semaine dans de l'eau de mer placée dans le réfrigérateur.

Les plus impressionnantes sont celles (globifères) qui possèdent les griffes ci dessous (x 6) (c'est celle de l'animation plus haut) : et dont le détail de la griffe indique qu'elles sont venimeuses et conçues pour injecter une substance toxique aux intrus : en effet un canal apparaît clairement dans la griffe supérieure sur la vue de droite (x 40) :
 

les griffes sont à droite

POILS DES PLANTES

Jean-Marie Cavanihac,

Les poils font partie de l'évolution des mammifères : leur fonctions étaient diverses à l'origine : protection contre le froid, contre les piqûres d'insectes etc... Mais les plantes elles aussi portent des poils, plus ou moins denses ou clairsemés. Il est probable que leurs fonctions sont similaires : protection contre les insectes tout d'abord.

Voici une observation facile à faire avec les plantes du jardin ou à l'occasion d'une promenade dans la nature .
 

Pour nous, amateurs de mondes microscopiques, les poils présentent aussi un grand intérêt et cela pour plusieurs raisons :

1 - ils sont faciles à trouver , dans votre jardin ou même sur votre balcon,

2 - ils sont intéressants par leur variété de formes,

Enfin ce sont de très bons objets pour s'initier au montage de préparations sous gélatine glycérinée par exemple.

C'est d'ailleurs un sujet type, assez facile, pour démarrer les activités de microscopie,qui permet d'illustrer les diverses étapes de notre démarche : collecte, prélèvement/traitement des échantillons, observation, montage . Par ailleurs les observations n'exigent pas un grandissement important (photos de cet article prises au x 6,3 ou x 15 pour les détails ) ce qui les mets à la portée de tous , y compris des microscopes bon marché.

Dans le genre pas très poilu : le lierre, même si les poils sont plus rares et très écrasés contre la tige : leur forme en étoile vaut le déplacement !

Et les fleurs me direz vous: j'y arrive. Voici un poil de chrysanthème (en grec littéralement : fleur d'or ) avec de jolis poils en forme de T.

Vous pouvez également observer les poils à l'intérieur de diverses fleurs (pistils en particulier …)
 

* Velcro est la contraction de VELvet (velours)CROchet : observez au microscope les deux parties d'un velcro et vous comprendrez pourquoi. Le problème majeur a longtemps été la réalisation industrielle des crochets. Voir : http://inventors.about.com/library/weekly/aa091297.htm

Voici d'ailleurs une image des deux parties d'un velcro : crochet et boucles :

MICRO-OUTILS POUR MICROSCOPIE

J.M. CAVANIHAC

Aiguille montée : d'accord, elles ne coûtent pas trop cher encore faut il pouvoir se les procurer, mais on peut les réaliser très simplement : un bout de tourillon bois de 6 mm de diamètre (magasins de bricolage) , un petit trou de 1 mm dans l'axe et collé dedans par la tête, une simple aiguille. Personnellement je préfère utiliser un fil d'acier inox de 0,5 mm (voir articles de pèche, magasins de modélisme ..) affûté à la lime (ou petite meule) et poli à la toile émeri fine, car il ne rouille pas !

Comment obtenir une pointe plus fine : par électro-érosion et là on attaque des techniques de pointe (sans jeu de mot ...) exigeant.... un laser à plasma ? (non je plaisante )... une simple pile électrique ! Attention : ne JAMAIS utiliser une alimentation reliée au secteur ou pouvant délivrer un fort courant (genre chargeur d'accus) .

En effet l'électrolyse d'un métal est capable d'arracher des atomes et de façonner des formes très fines. Voici le dispositif ci dessous qui parle de lui même . L'électrolyte, solution ou sont plongées les électrodes dont une est à usiner, est constitué d'eau salée (1/2 cuillère à café dans un verre d'eau)

Ci dessus : capillaire pour microhématocrite : taille réelle (Trait bleu = non hépariné ). Ci contre capillaire étiré et pointes après cassure.

NB : éviter de les utiliser dans des boites de petri en plastique car ils rayent le fond. Utiliser plutôt des capillaires plastique.

Pour manipuler les échantillons, j'avais oublié de signaler que l'on peut trouver en pharmacie des aiguilles d’acupuncture très fines que l'on peut monter dans un manche en bois pour plus de commodité de manipulation : l’échelle sur la pointe est de 200 µm

MICROSCOPIE QUANTITATIVE ( … une approche !)
par J.M. Cavanihac

Tout microscopiste amateur (ou non !) s'est un jour posé la question de connaître la taille de ce qu'il observe . Ce n'est pas si anodin que cela : des espèces de diatomées, ou de protozoaires par exemple peuvent être différenciées à partir de leur dimensions.  Pour un microscope le grossissement total est donné par le produit du grossissement de l'objectif par celui de l'oculaire. C'est très bien en théorie , mais qu'advient-il après l'adaptation plus ou moins sophistiquée d'une caméra sur le tube du microscope ?.

Il existe des micromètres objets (que l'on mets donc à la place de l'objet ) et des micromètres oculaires (qui sont installés à demeure entre les deux lentilles de ce dernier ). En général les micromètres oculaires doivent être étalonnés à partir d'un micromètre objet en fonction des objectifs utilisés: deux graduations espacés d'1/100 de mm sur l'objet correspondent par exemple à 23 graduations du micromètre oculaire, ce qui ne rend pas franchement commode la conversion surtout lorsqu'on change d'objectif et ne permet pas d'en garder la trace sur l'image.

Actuellement il est possible d'acquérir facilement un tel micromètre objet pour quelques dizaines d'euros et d'en superposer l'image sur celle du sujet observé.

Mais à défaut,  il existe une autre solution, relativement précise, à la portée de tout le monde pourvu que vous ayez un logiciel de traitement d'image (dessin) (même rustique) et quelques couvre objets. Bien entendu le processus est le même si vous avez un micromètre objet comme référence ou une lame de comptage divisée en carrés genre Malassez, Nageotte...

  Les couvre objets ont environ 0,17 mm d'épaisseur. Mais on peut être un peu plus sûr de leur épaisseur moyenne en en empilant une trentaine (ce qui devrait nous faire 5,1 mm d'épaisseur ) , que l'on peut contrôler avec un double décimètre ou mieux un pied à coulisse. Si par exemple on trouve 5,4 mm c'est qu'ils font 0,18 mm en réalité.

Posons un de ces couvre objets verticalement sur une lame en le fixant par une boulette de mastic ou mie de pain et faisons la mise au point (attention de ne pas descendre l'objectif trop vite …sinon casse assurée! ) sur sa tranche . Prenez une photo et, sur l'écran de l'ordinateur, dans votre logiciel de visualisation favori, mesurez (avec le double décimètre) la taille de cette tranche très grossie. Dans mon cas avec l'objectif de 15 et tous les divers grandissements dus à l'adaptation de la caméra je trouve 69 mm

Recommencez avec les autres objectifs et vous créez un fichier documentaire (BMP ou Jpg) avec les divers grandissements (voir ci contre ). Pour les objectifs de faibles grossissement vous pouvez observer 5 couvre objets accolés pour augmenter la précision.

Vous pouvez ensuite sub diviser l'échelle pour l'adapter à la taille de la photo.

Pour les lecteurs qui voudraient approfondir la notion de mesures diverses, je signale le logiciel GRATUIT ImageJ, téléchargeable au National Institute of Health http://rsb.info.nih.gov

(en versions Mac et PC) : il s'agit d'un vrai logiciel de mesure scientifique, avec calibration d'échelle, mesure surfaces, comptage d'objets, profils de densité (optique), manipulation de piles d'images, sommation/moyennage d'images (par exemple à divers niveaux de focalisation..), rendu 3D et j'en passe…

Auriez vous pensé (sans l'échelle) que ce long Chaetognate (Arrow Worm) trouvé dans du plancton marin mesurait prés de 3 mm de long ? Image échelle 1/2 obtenue avec 8 images élémentaires.

Tout le monde connaît les lames à dépression (sans rapport avec le Prozac ™ !) qui sont intéressantes pour éviter d'écraser les sujets, mais qui contiennent très peu de liquide.

Voici deux exemples de lames à simple et double dépression qui sont assez onéreuses et pas vraiment pratiques pour cette application.

Voici également un accessoire utile pour éviter l'évaporation sur un échantillon: pour les plaques à puits vous pouvez y placer simplement une lamelle sur le puits mais pour les lames ordinaires vous pouvez usiner une pièce dans un anneau de plexi ou de PVC (ici de l'alu sur la photo) avec en dessous un décrochement de la largeur de la lame . De l'autre coté vous collerez une lamelle ou un morceau de lame. Je l'utilise pour des observations longues avec peu d'eau (ou pour laisser la préparation en place le temps du repas !) ou encore pour protéger les échantillons du dépôt de poussière quand ils trempent une heure

dans le fixatif sur la lame.

Voici une variante de boite de Petri réalisée avec une lame de verre de 40 x 40 x 1 mm utilisée pour le montage sous cache métal des diapositives photo 35 mm. L'anneau de plexi de 4 mm de haut est usiné avec un tour parallèle. Vous devez bien avoir dans vos connaissance un ami ou mécanicien qui possède cette machine outil...

Très pratique aussi pour étaler et trier les sujets à faible grossissement

Autre variante avec un anneau plus épais et plus haut (12 mm) : il contient davantage d'eau et son épaisseur permet de conserver la fraîcheur lorsque l'on sort les échantillons du frigo*. On ne peut l'utiliser qu'avec les objectifs de 2 ou 2,5 x. Le haut de l'anneau est usiné pour recevoir un couvercle de boite de Petri plastique (60 mm) pour éviter l'évaporation.

On peut utiliser aussi du PVC, mais il n'est pas transparent et c'est moins joli !

Note: dans la culture cellulaire, les chercheurs utilisent des plaques à puits avec 4, 6, 12 or 24 puits dont voici un exemple .

Elles sont particulièrement adaptées pour des microscopes inversé (ces microscopes permettent de voir par en dessous et donc d'éviter de tremper l'objectif dans le milieu liquide et également de dégager le haut des puits pour manipuler les cellules) On peut les utiliser aux faibles grossissements avec un microscope droit.

LES REACTIFS EN MICROSCOPIE

J.M CAVANIHAC

Dans le précédent article sur le montage des lames , j'évoquais la difficulté d'obtenir , du moins en province et en petites quantités, des produits utiles pour la préparation ou conservation des échantillons.

Produits fixateurs :

Formol à 4 ou 10 % : un désinfectant pour aquariums contient ces pourcentages de formol et, malheureusement aussi un colorant bleu qui colore votre objet même si vous ne le voulez pas. Cependant ce produit est décoloré par une solution acide : vinaigre blanc par exemple, et votre objet redevient transparent.

Fixateur de BOUIN : uniquement en maisons spécialisées :formol+acide picrique+acide acétique (ne convient pas pour conserver des objets calcifiés qui se ramollissent)

Un autre est l'AFA qui n'utilise que 5% de formol, 5% d'acide acétique 40% d'alcool et 40% d'eau

Pour la conservation des algues : 80 % alcool, 10% formol, 1% glycérine

Encore un autre : alcool acétique = 1/3 acide acétique + 2/3 alcool 90 ° (peut être le plus facile à faire soi même avec du vinaigre blanc et de l'alcool : Mélange alcool 90° + Vinaigre blanc (vinaigre d'alcool): mélanger 70% alcool 30 % vinaigre : solution de dépannage (pour la petite histoire j'ai lu dans une revue américaine une solution de secours : Whisky/vinaigre dans ces proportions !: cher surtout si c'est du 15 ans d'age)

Produits colorants :

Eosine à 2% : pharmacies ou grandes surfaces : existe aussi en doses unitaires très pratiques

Bleu de méthylène : pharmacies (anciennes surtout !)

Teinture d'iode : pharmacies idem (colore en bleu l'amidon)

Rouge neutre : coloration vitale non toxique pour les protozoaires : maisons spécialisées

Vert d'iode : coloration des tissus ligneux (coupe de plantes) : maisons spécialisées

Eclaircissant pour colorants : si vous avez trop coloré l'objet trempez le dans quelques gouttes d'alcool chlorhydrique (1 goutte d'acide Chlor. dans 50 gouttes d'alcool à 70°)

Produits transparisants :

Liquide glycériné : Pour observations immédiates : faites le vous même : 1/3 alcool 70 °, 1/3 eau , 1/3 glycérine (pharmacies )

Hypochlorite : solution de chlore stabilisée : dissous la cellulose et les tissus organiques (coupes de plantes ) utiliser la solution de DAKIN (désinfectant en pharmacie) . éviter l'eau de javel qui contient de la soude et est très corrosive.

Solution de soude à 20% : déboucheur liquide pour éviers...CORROSIF permet de dissoudre l'intérieur des insectes pour les rendre plus transparents, les éponges pour récupérer les spicules , les diatomées pour ne garder que les frustules....neutraliser ensuite en rinçant bien avec de l'eau vinaigrée. Utiliser des gants !

Milieux de montage :

Aqueux: gélatine glycérinée : faites la vous même (voir article précédent)

Baume du Canada : maisons spécialisées : exige une parfaite déshydratation des objets

Coumarone (résine de Coumarin) : idem . Possède un indice de réfraction élevé très utile avec les diatomées

Résines de synthèse genre Eukitt : idem ci dessus (produits professionnels)

Autres produits utiles :

Vernis pour sceller les lamelles, vernis à ongles ou peinture à maquettes (un peu épaisse)

Alcool isopropylique 90° : nettoyage des instruments, lentilles, platine microscope

Solution d'alcool à 5% (1 goutte alcool 70° dans 15 gouttes d'eau distillée) : ralentisseur des mouvements des animaux aquatiques

Eau gazeuse : le gaz carbonique contenu endort les animaux aquatiques

Chlorure de magnésium : en pharmacie : une dilution à 30 g/litre ralentit les animaux MARINS

Pour tous ces produits: il est commode de récupérer des flacons compte gouttes (genre collyre pour les yeux...) ce qui ne tiendra pas beaucoup de place sur votre table de travail:

Vous voici de retour chez vous : si votre prélèvement est très concentré : ça grouille et ça s'agite, de toutes parts, il faut le diluer sinon il n'y aura pas assez d'oxygène dissous pour tous et vos créatures (surtout crustacés) ne vont pas vivre longtemps. Si vous n'avez pas le temps de trier (en général il est déjà l'heure du repas !) Agitez doucement pour homogénéiser et fractionnez dans trois, quatre récipients plats ou plus (sans bouchon) en respectant la règle que la hauteur d'eau totale (diluante comprise) doit rester le tiers ou le quart du diamètre du récipient, ceci pour avoir une grande surface d'oxygénation. Si vous avez le temps vous pouvez commencer à trier les sujets les plus intéressants à faible grossissement dans une lame aquarium et les mettre dans les alvéoles de lames à puits pour les séparer ou dans un bocal plus petit . Parfois il est utile de séparer rapidement les prédateurs du genre hydre qui vous mangent allègrement les puces d'eau !

Si le prélèvement est clair : laissez le reposer tranquillement une heure ou deux, voire une nuit et prélevez ensuite délicatement au fond, sans faire de remous, ce qui se sera déposé .

Pour étudier l'échantillon de façon exhaustive se reporter à la méthode décrite dans 'Aventures dans un jardin public' du même auteur dans la même collection !

Pour les irréductibles qui veulent à tout prix un filet à plancton voici un exemple : voilage pour rideaux (maille 200 µ) tendu sur armature en fil d'acier inox de 35 x 15 cm . Il est lesté par un poids de plomb (50 g) au fond et 30 g sur un bord afin qu'il puisse traîner à plat sur les algues du fond. (ne pas utiliser si grosses pierres au fond) Il est possible de le lancer à la main, le laisser dériver dans le courant et remonter doucement d'un mouvement continu en ne le laissant jamais repartir en arrière.

Vous pouvez trouver des chutes de voilage chez des marchands de tissus pour rideau : apportez votre loupe pour voir la taille de la maille.

MONTAGE DES LAMES

J.M. CAVANIHAC

Dans les observation microscopiques que nous faisons, entre pour une large part le hasard : certains organismes n'existent qu'en un seul spécimen dans notre prélèvement et nous resterons peut être des années sans en retrouver un autre...

Que faire pour conserver une trace de ces observations uniques ? La première idée qui nous vient est de faire photos sur photos, avec des grossissements différents, voire réaliser une mosaïque d'image pour obtenir une vue globale du sujet . Mais est ce suffisant ?? Par exemple certaines espèces de copépodes ne se différencient que par la forme des appendices servant à la nage. Si ceux ci ne sont pas nets ou sont cachés dans le plan de prise de vue il sera impossible à posteriori d'identifier l'organisme uniquement sur photo.

D'ou l'alternative, utilisée depuis des décennies, peut être aussi parce que la photo était trop chère, de conserver physiquement les objets en réalisant leur montage sur lame. Cette solution permet à tout moment de revoir le spécimen, de rechercher un détail qui aurait échappé à la photo, d'utiliser d'autres techniques d'observation : lumière polarisée, contraste de phase, DIC,... le jour ou nous aurons à notre disposition des microscopes plus sophistiqués...

Première étape : Avant de placer définitivement le sujet entre lame et couvre objet (définitivement, car cet assemblage est difficilement démontable et entraîne en tous cas la perte de l'objet), il faut qu'il soit apte à se conserver le plus longtemps possible: pour cela la première opération est de le fixer (c'est le terme utilisé) en l'imprégnant de substances qui stoppent les processus de dégradation en général par dénaturation des protéines. L'agent fixant le plus connu est le formol, mais l'alcool peut être utile aussi (avec de moins bons résultats), de même que l'acide acétique .

On aborde ici un des casses têtes du microscopiste amateur qui est de se procurer en faible volume (et faible coût !) ce type de produit. Les distributeurs de produits chimiques vous fourniront aisément 1 litre de formol ultra pur pour 25 € mais qu'en ferez vous, sachant qu'il polymérise au dessous de 17 ° avec le temps et devient inutilisable.

Donc: formol en dilution de 4 à 10 % . Pour se dépanner : un produit désinfectant pour aquarium en vente dans les animaleries (évite les points blancs sur les poissons...) contient 4% de formol dans une de ses versions et 10 % dans une autre plus quelques milligrammes de désinfectant et un colorant. La concentration devrait convenir, mais j'avoue ne pas avoir trop de recul quant à la conservation.

Un fixateur 'universel' est le picro formol de BOUIN qui est un mélange de 25 % formol, 70 % acide picrique et 5% acide acétique (en vente dans magasin spécialisé en microscopie )

Un classique : le Lactophénol mais en plus de l'acide lactique il contient du phénol qui est toxique. Idem magasin spécialisé.

NB: le formol n'est pas anodin pour la santé et il faut éviter d'en respirer les vapeurs.

Toutes les adjonctions de produits se font directement sur la lame afin d'éviter de manipuler des échantillons fragiles.

Personnellement j'utilise le Bouin. Mais à défaut un mélange de 20 ml de vinaigre, 75 ml d'alcool à 90° (alcool pour désinfection d'instruments : pas pour soigner les plaies !) et 5 ml de glycérine est un conservateur acceptable utilisable avec des temps de fixation plus longs (une 1/2 heure à 1 heure ) mais non toxique.

2° étape : LAVAGE : eau distillée ou déminéralisée : très important surtout après utilisation du formol : tout résidu va rendre l'objet cassant à long terme et va aussi le décolorer. Si on souhaite colorer , c'est le moment.

2° étape et demie : facultative : Coloration : la 'bonne' coloration est celle qui permet de colorer spécifiquement certains tissus (et pas les autres) pour mettre en évidence des structures parfois trop transparentes (ex: noyaux cellulaires...). Là encore casse tête : mais deux colorants au moins sont facile à trouver : éosine (en grandes surfaces et parfois en dosettes très pratiques) et bleu de méthylène (pharmacies). A défaut on peut essayer les colorant liquide alimentaires (voir rayon préparation pour gâteaux !).

Sans trop entrer dans les détails il y a deux modes de coloration : coloration progressive et régressive. Dans le premier cas on plonge l'objet dans le colorant et on surveille la coloration : on stoppe en rinçant quand la densité souhaité est obtenue. Dans la méthode régressive on sur- colore et on plonge ensuite dans un bain décolorant en surveillant cette fois la décoloration. Par exemple pour décolorer avec l'éosine utiliser 100 ml d'alcool à 70 ° dans lequel on a mis 1 ml d'acide chlorhydrique. Toujours bien rincer ensuite.

Avec les feuilles : Faire tremper 2 grammes de feuilles de gélatine dans 10 ml d 'eau pendant 2 heures. Faire chauffer au bain marie dans le flacon définitif (de préférence à large goulot, contenance 30 à 50 ml) jusqu'à ce que la gélatine soit fondue: ajouter alors 12 ml de glycérine et remuer longuement pour bien mélanger : laisser encore 5 minutes puis laisser refroidir. Ne pas laisser bouillir !. La gélatine se solidifie mais le mélange reste souple.

Il est ensuite possible d 'en retirer des petits morceaux avec une pince à épiler. Ceux ci fondent vers 50 à 60 ° C ce qui permet d 'y inclure les objets sans trop les chauffer. Il faut au préalable imprégner les objets sur la lame avec du liquide glycériné et laisser évaporer un peu : les objets doivent être justes humides . Si nécessaire retirer l'excédent avec un coin de mouchoir en papier. On peut aussi poser quelques fragments de GG (pas plus gros qu'une lentille (pas optique mais le légume!) a proximité de l'objet et laisser fondre : la GG imprégnant alors l'objet.

Après cela vous pouvez observer au microscope et voir si le sujet n'a pas bougé, s'il n'y a pas de grosses bulles d'air (< à 1 mm) (sinon la dilatation de celui ci finira par décoller la lamelle) . Si c'est vraiment raté vous n'aurez pas gaspillé lame et lamelle : plongez le tout dans un verre d'eau très chaude et la GG fondra libérant ces deux éléments ! S'il n'y a pas assez de gélatine c'est rattrapable, : poser un petit fragment contre le bord du couvre objet où se trouve le manque et remettre à chauffer doucement : en fondant la GG passera sous le couvre objet par capillarité . Par contre si tout vous paraît bon, lorsque la gélatine a durci, bien nettoyer avec une vieille brosse à dents sous un filet d'eau bien froide les excédents de gélatine, laisser bien sécher puis passer une couche de vernis (à ongle incolore ou... à paillettes si vous voulez faire 'Disco' ! : le vieux vernis un peu épais que votre copine ou épouse ne peux plus utiliser est parfait ) ou de peinture à maquette (séchage rapide) à cheval sur le bord du couvre objet et la lame pour éviter toute évaporation. N'oubliez pas d'identifier le sujet sur l'étiquette de la lame, date, et mode de préparation. Pour trois francs six sous, avec du carton fort vous pouvez vous constituer des boites de rangement comme ci dessous:

Voilà à quoi ressemble une Euglène : ci dessus x 40 , à droite x 15 , fichier vidéo AVI converti en Gif animé;

(comme on dit, là ou il y a de l'euglène , il n'y a pas de plaisir ! étant donné qu'elles fréquentent surtout les eaux polluées … Bon d'accord, j'arrête les mauvais jeux de mots !)

Le coffret comprend du fixateur , des colorants et un milieu de montage, (Picroformol de Bouin's , acide acetique , hypochorite, safranine, gélatine glycérinée , bitume de Judée ) plus quelques instruments : aiguille lancéolée, verre de montre, … ET un petit livret très bien fait indiquant l'usage des produits et la manière de s'en servir .

(j'ai retrouvé quasiment le contenu intégral de ce livret sur un site internet d'un distributeur de microscopes étranger !)

A cette époque d'éminent professeurs n'hésitaient pas à réaliser de tels ouvrages de vulgarisation . On s'étonne de nos jour de ce que la science effraie les gens, mais encore faudrait il qu'il y ait des personnes de confiance qui se donnent la peine de vulgariser et d'expliquer….

J'ai essayé, modestement, pour ma part de constituer une base de donnée en images permettant l'identification des organismes observés (les plus courants du moins ) et donnant quelques notions de microscopie dont un essai de microscope virtuel. A l'origine c'était pour mes enfants mais il grandissent plus vite que ce que j'arrive à faire (et il est vrai aussi que j'ai toujours de nouvelles images à y ajouter ) . Le dossier , sur CD ROM, est réalisé sous Microsoft Power Point, logiciel bien connu pour animer des présentations. Les images sont incluses dans les fichiers 'présentation' , les liens entre pages sont faciles à faire et il y a quelques effets d'animation. Une vingtaine de vidéo est accessible ainsi qu'un Quizz. Ce logiciel est intéressant car la visionneuse (gratuite) est installée sur le CR ROM ce qui permet une exécution automatique des quatre fichiers 'présentation ' totalisant 30 MO

Ci dessous sont présentés en format 'timbre poste' quelques uns des écrans des 150 diapos comprenant plus de 400 images. C'est particulièrement agréable à utiliser car on peut y introduire une part d' interactivité . (zoom sur image, liens avec un lexique, navigation par thèmes en cliquant sur les objets dans le bureau du navigateur …)
 

Ce serait une bonne idée d'en faire de même sur votre ordinateur (même si vous n'avez pas de graveur de CR ROM) . Il y a de nombreux logiciels freeware qui permettent d'organiser des albums de photo . (NB : la qualité des images est meilleure que dans un format HTML et vous avez bien moins de fichiers à gérer)

C'est une activité créative : essayez la, car elle oblige à rechercher des données pour identifier les espèces (voir sur le Net …) et vous découvrirez des tas de choses j'en suis sûr.

Une fois fait, oubliez votre travail quelques mois, puis, un jour d'hiver gris et pluvieux, lancez votre logiciel et vous serez étonné de ce que vous avez réalisé . Vous pouvez même rajouter votre nom au générique comme producteur, réalisateur, conseil scientifique, caméraman, responsable des effets spéciaux et bien sûr … spectateur !

DEMARRER EN MICROSCOPIE - I Que voir ???

par J.M. CAVANIHAC

Le monde microscopique est un univers fascinant et sans cesse renouvelé : le microscope est même devenu le symbole du scientifique.
L' attrait était tellement vif, fin 19 ° début 20° siècle, que la microscopie était presque devenue une activité de 'salon' , ... à une époque ou la science était 'amusante' et ne faisait pas encore peur…

Cet attrait n'a pas toujours été aussi marqué en France que dans d'autre pays et il faut saluer la présence de sites sur internet tels que MikrOscOpia, ou Micscape qui pourraient avantageusement remplacer ces petits ouvrages d'initiation de l'époque qui contenaient de merveilleux dessins à la plume représentant les organismes que l'on pouvait observer.

Première recommandation : le microscope voit au travers des objets ce qui signifie qu'ils doivent être les plus transparents possible à la lumière : pour ce faire il faut qu'il soient les plus minces possibles ET/OU qu'on les rende transparents. Première condition qui peut être réalisée avec l'utilisation d' un microtome, mais qui n'est pas indispensable pour commencer. Par contre il est FONDAMENTAL de transpariser les objets : comment ? simplement par l'observation en milieu liquide. Faites ce test : posez quelques grains de pollen de fleur sur une lame à sec et à l'observation vous ne verrez que quelques tas noirâtres très décevants. Mais posez les dans une simple goutte d'eau avec le couvre objet par dessus pour réduire l'épaisseur , et toute la richesse de leurs détails vous apparaîtra.

Convaincus ?? . Certains objets sont un peu difficile à mouiller (insectes...) Voici une recette ancienne mais simple d'un liquide glycériné , qui évite aussi à vos objets de sécher pendant plusieurs jours : mélanger 1/3 eau distillée, 1/3 glycérine, 1/3 alcool à 70° et bien agiter. On peut utiliser pour faire 30 ml de solution : 8 ml glycérine, 10 ml eau et 12 ml alcool (pour compenser l'évaporation de l'alcool et la viscosité de la glycérine)

Si on veut faire encore plus simple, sans aucuns additifs,,  il suffit de prélever un goutte dans les dépôts verts que l'on trouve au bords des ruisseaux, fontaines ou bords de mer ...nous y reviendrons

Deuxième recommandation : toujours démarrer au plus faible grossissement pour repérer toute la surface à explorer, centrer les zones les plus intéressantes au milieu du champ de vision et passer ensuite aux objectifs de grossissement supérieur. Ne pas fantasmer sur les très forts grossissements : les observations les plus intéressantes se font avec les objectifs de 4 à 20 fois . Le 10 x est vraiment universel . L'usage du 40 x ou du 60 x ne se justifie que dans 15 à 20 % des cas.

Privilégier aussi le réglage de l'éclairage qui est très important et utiliser le diaphragme pour limiter l'éclairement juste au champ couvert par l'objectif (et PAS PLUS) pour obtenir le meilleur contraste : un objectif de 4 x possède un champ de vision d'environ 4 mm alors que celui de 40 x est de moins de 0,5 mm. Par ailleurs la fermeture du diaphragme augmente la profondeur du champ de vision.

Quelques idées en vrac : (mais pour ne pas ralentir le chargement de la page, les image sont été 're-samplées' dans des format plus petits ) et celle ci divisée en 2 parties

- dissoudre une cuillère à café de sel de cuisine dans un verre d'eau tiède, bien remuer, laisser reposer, prélever une goutte, laisser évaporer sur la lame (sans couvre objet ) et observer les belles cristallisation cubiques régulières.

- fibres de tissu, laine, lin, coton, soie, synthétique… avec un peu d'habitude vous deviendrez un vrai détective…