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Lepadella rhomboides


solito de solis

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Pour poursuivre la collection des représentations de rotifères que l'on peut trouver en Haute Ardenne dans les eaux douces,

un rotifère qu'il m'a fallu attendre longtemps avant de croiser, et en exemplaire unique encore... dans une dernière goutte de prélèvement, sur une feuille morte

ce rotifère ressemble à Lepadella triptera par une sorte de profil prisme triangulaire dans une direction

mais vu de haut il est de forme très losangée.

 

 

 

http://youtu.be/b0vSE7wqHu4

 

 

http://www.rotifera.hausdernatur.at/Rotifer_data/images/addscan/_full-size/Lepadella%20rhomboides%20(Gosse,%201886)%20%5BHarring,%201916%5D.jpg

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dans une dernière goutte de prélèvement, sur une feuille morte

 

... si je peux me permettre de "rebondir" sur cette phrase... comment traiter ces débris végétaux qui trainent au fond des mares, fossés ou flaques, pour avoir le maximum de chances de trouver du matériel ?

 Faut-il les traiter sur place ou les ramener avec le milieux environnant...

 Doit on gratter, brosser, laisser tremper, faire  décanter ou centrifuger légèrement...?

Autrement dit, existe-t'il un protocole de prélèvement, ou chacun fait comme il le sent...?

Cosinus.

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Dans le cadre des prélèvements de macroinvertébrés il existe des protocoles assez sérieux dont celui de l'AFNOR ainsi que d'autres selon les pays

Les spécialistes se disputent évidemment sur les détails des prélèvements, les superficies à explorer, la façon de se servir d'un filet, le temps de prélèvement etc...

Bien sûr tout cela doit confiner les investigations pour qu'elles puissent toutes rallier une norme qui permet de comparer des moments du cours d'eau ainsi que des portions ou des cours d'eau différents

Et de plus en plus on insiste sur le fait que chaque pièce de la zone à investiguer doit être évaluée. Ainsi on se sert de brosses ou des mains pour racler les pierres, on secoue les plantes aquatiques (bryophytes par exemple)

afin de ne rien laisser passer qui pourrait modifier les calculs des indices biotiques (indices qui permettent d'évaluer la biodiversité d'un milieu aquatique en fonction de la qualité biochimique de l'eau)

Les macroinvertébrés sont considérés utiles au comptage dès que leur taille dépasse 500µ... ce qui exclut les stades premiers des larves et tronque donc les comptages

(on utilise des tamis et des filets pour retenir tout ce qui est au dessus de 500µ)

Quant aux microinvertébrés, forcément, ils passent au travers des mailles et donc on peut les recueillir à ce moment là, mais on peut aussi utiliser des filets spéciaux pour le plancton, qui sont difficiles à utiliser

mais qu'on peut fabriquer soi-même avec du matériel très ordinaire.

Cependant il existe tant de variétés de cellules dispersées dans les milieux aquatiques, qu'il n'est pas un petit coin, un petit débris de feuille, une vieille semence vidée de sa substance qui ne puisse contenir quelque sujet qu'il sera intéressant de découvrir. En ce qui me concerne, selon les lieux, j'utilise un filet à plancton dans les eaux très limpides comme celles des lacs; mais dans les mares , j'utilise un louche et un seau, une écumoire pour ramasser ce qui flotte 

Lors de l'observation des débris végétaux, je les pose en petite partie sur la lame et avec un scalpel, je frotte délicatement la surface des débris, amenant l'eau résiduelle et les organismes qui vivaient parfois collés sur les débris, à tomber sur le porte-objet qu'il suffit alors de recouvrir du couvre-objet sans presser et enfin regarder par l'oculaire à faible grossissement d'objectif (4 ) s'il est quelque chose de particulier qui vaudrait la peine de se pencher vers de plus fines approches. J'utilise aussi un compte-goutte pour prélever au coeur ou en surface des vases qui se déposent dans le récipient qui contient tout l'échantillon ramené.

J'ai remarqué comme tout le monde que les populations planctoniques disparaissent assez vite et donc, il s'agit d'oeuvre rapidement, le plus vite possible après la prise de l'échantillon, ce qui m'invite parfois à faire les observations sur place lorsque je suis trop loin de mon labo. Par contre, je ne néglige pas un échantillon que je pense avoir tout à fait exploré, car le temps passant, d'autres espéces peuvent apparaître suivant la température, le pH de l'eau, l'aération, les populations de bactéries. S'il y a beaucoup de cladocères ou de microcrustacés, qui consomment presque tous les ciliés, là je n'insiste pas. 

Donc, voilà, ce que je peux en dire, simplement

A chacun je pense d'explorer à sa façon, peut-être selon ce qu'il souhaiterait trouver... (penser que le pH de l'eau et l'oxygénation, le type de végétation proche sont des caractéristiques qui font varier la biodiversité)

SDS

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Merci de cette réponse,

 Je vois que, comme toujours l'expérience y fait beaucoup... et qu'il n'y a pas de méthode miracle.  Je voulais vérifier que tu utilisais aussi les pots de confiture, la louche, le chinois et le seau... :)

 Je note que les micro crustacés font le vide autour d'eux, je n'y avais pas pensé; qu'un prélèvement fini par devenir désert quoiqu'on fasse... mais que là où il n'y a plus rien à voir, on peut encore trouver des choses intéressantes...

 Pour a part j'ajouterai l'instinct du chasseur qui vous pousse à continuer inlassablement à explorer les débris d'un prélèvement... pour ne pas rentrer bredouille !

Amicalement

Cosinus.

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Merci Michel Verolet, je me suis effectivement fourvoyé quelque peu... et je l'avais déjà en mémoire ce lophocaris puisque j'en avais déjà filmé un autre

Cette vue de profil est évidemment loquace pour attribuer cette dénomination

je vais changer le titre du clip

Zut... le rhomboides m'a échappé...

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