Jean Marie Cavanihac
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Bonjour
comme souvent à cette époque les flaques de pluie sont bordées d"un liséré jaune formé par les pollens de pins : une observation facile en posant le pollen dans une goutte d'eau !
Image au X 20
Amitiés
JMC
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Bonjour Dominique
Bonne initiative ! c'est intéressant de pouvoir suivre les populations au cours de l'année . On dirait que les premières images de la série sont en contraste de phase ? avec une certaine perte de résolution par rapport au fond clair me semble-t-il ...
En parlant d'estran cela m'a rappelé ce site qui décrit pas mal d'espèces :
https://nature22.com/estran22/estran.html
Amitiés
JMC
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Bonjour
Lors de l'identification du copépode paracartia grani Lien ci dessous
https://forum.MikrOscOpia.com/topic/20108-reproduction-du-copépode-paracartia-grani/#comment-83424
L'identification avait été facilitée par sa pince (P5) :
en reprenant une autre lame voici une nouvelle pince qui parait utiliser le même principe et permet d'identifier l'espèce : Acartia clausi de la même famille que le précédent . (Image au x 40)
Une photo du mâle : ce n'est pas sa pince qui est un peu cachée (flèche) mais celle d'un autre spécimen : (Image au x 6,3). L'antenne géniculée est celle de gauche sur l'image
Pour l'instant je n'ai pas identifié la femelle mais il doit y en avoir sur la lame.
Identification grâce a "M.ROSE(Faune de France 26)Copepodes-pelagiques". J'en profite pour rendre hommage à tous ces scientifiques, qui ne disposant pas de moyens photos aussi pratiques que les nôtres, ont réalisé à la main les dessins des détails d'identification !
Amitiés
JMC
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Bonjour
Une image que j'ai retrouvée sur une autre lame montrant l'antennule géniculée pliée dans la position qui maintien la femelle :
Amitiés
JMC
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Bonjour
Allez je tente Colpidium ?
http://protist.i.hosei.ac.jp/pdb/images/ciliophora/colpidium/index.html
Amitiés
JMC
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Bonjour
Il me semble que les diodes laser rouges sont alimentés en 2,2 volts et environ 30 mA.. Elle sont chatouilleuses sur la régulation/limitation du courant (risque d'emballement thermique) . Démonte la platine et vois le cheminement du PCB ... peut être y a t il juste une résistance entre le laser et la pile ? A moins qu'il y ait du monde en CMS du coté cuivre ! D'ailleurs on ne voit pas d'où vient l'alimentation de cette platine...
AMitiés
JMC
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Bonjour
Un grand classique des "dominos" ce sont les vis qui se desserrent avec le temps = contact intermittent qui charbonne = surchauffe ! Je ne vois pas de rapport avec le fil de terre cependant ...
AMitiés
JMC
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Bonjour
Peut être que le circuit sert a allumer alternativement l'un et l'autre laser...Essaye de nettoyer avec un pinceau et de l'alcool , retourne le PCB pour voir s'il n'y a pas une puce dessous, tu en prends une photo pour voir les pistes et on essayera de faire de la rétro ingénierie; il n 'y a pas beaucoup de composants, c'est jouable...
Amitiés
JMC
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Bonjour Dominique
Je suis impressionné par tes coupes dans un matériau aussi dur. Et devant l'étendue des déformations je me demande s'il n'y aurait pas une bactérie injectée par les cochenilles ? Ce n'est pas trop dans l'intérêt du parasite de détruire sa source d'alimentation !
Amitiés
JMC
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Bonjour
Merci Dominique mais j'ai eu la chance de retrouver cette lame (en fait 2) contenant beaucoup de spécimens. J'avais dû la faire compte tenu de l’abondance de calanus dans l'échantillon ...et en plus ce devait être une période de reproduction
J'ai oublié de citer une référence intéressante :
Amitiés
JMC
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Additif
J'ai oublié l'image de la femelle (ici en fond noir, le sujet étant devenu très transparent ), la flèche verte montre la pince )
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Pourquoi s’intéresser à la reproduction de cette espèce de copépodes ? A cause de leur importance dans le transfert d’énergie, dans la chaîne alimentaire, entre le phytoplancton et le zooplancton. Les copépodes sont une des sources principale d’alimentation des jeunes poissons.
Leur nombre est considérable, et pour une seule autre espèce (calanus finmarchicus) abondante dans les mers du nord, on estime la production à ...300 millions de tonnes par an!
Sur d’anciennes lames de plus de 20 ans montées à la gélatine glycérinée se trouve ce copépode d’ espèce calanus et deux choses attirent l’ attention : une patte en forme de pince P5 et une antennule A1 (à droite de l’image ) où l’on voit des segments élargis . Il s’agit d’un dimorphisme sexuel et j’ai cherché des explications sur le Net ….Ce qui m’a entraîné dans une recherche à plusieurs niveaux avec des aller-retours sur cette lame. L’espèce ici est Paracartia grani (décrite dans un article précédent ) et ces deux particularités servent à l’accouplement.
Voici en résumé succinct le processus (qui peut avoir des variantes selon les espèces ): le mâle maintient la femelle au moyen de la griffe de l’ antennule géniculée et grâce à cette pince P5 (une cinquième paire de pattes modifiée) lui transfère un spermatophore qui va adhérer à l’abdomen.( cas de l’espèce Paracartia )
Selon l’espèce la femelle transfère le sperme (qui n’est pas mobile) dans sa spermathéque ou garde le spermatophore qui lui servira à féconder ses œufs en temps utile selon leur maturation…Les spermatozoïdes n’ont pas de flagelle et ne sont pas mobiles .
Une recherche méthodique sur la lame montre le spermatophore sur lune femelle : coloré en rose sur l’image de droite, la pince a été colorée en vert. Au fil du temps les spécimens se sont éclaircis ce qui explique les images peu contrastées.
En reprenant la même lame et en l’ explorant méthodiquement on y trouve deux mâles et une dizaine de femelles et voici le résultat : quelques images au x 15 : sur la deuxième image le spermatophore a été coloré en rouge car peu visible sous le spécimen ...
Il y a peu d’images de cet « organe » temporaire sur le Net d’où l’intérêt de ce montage d’images : Les spermatophores présentent tous une forme particulière à leur extrémité supérieure et sont tous positionnés exactement au même endroit sur la femelle . Selon la littérature, le mâle de cette espèce utilise une plaque portant le spermatophore qui s’adapte parfaitement à la morphologie de la femelle et la colle avec une substance adhésive
On voit ici le spermatophore avec la pince du mâle , peut être en cours de transfert
En cherchant sur une autre lame on voit la pince de la femelle en train de manipuler le spermatophore : on ignore si elle cherche à le retirer, mais la partie colorée en rose pourrait être la plaque citée plus haut.
Observant de prés la dernière image du montage (celle avec les deux spermatophores ) sur l’agrandissement ci dessous on distingue (flèches rouges ) ce qui semble être deux tubes partant de la partie supérieure (flèches rouges ) : un des spermatophores est bien placé mais le second semble collé au hasard. Peut être celui d’une autre espèce ? Images au x 40, en contraste de phase pour l’image de droite. Il s’agit peut être d’un artefact ?
Un autre balayage de la lame permet cependant de trouver une femelle d’une autre espèce qui porte deux spermatophores en position différente: et ceux ci semblent bien avoir au moins un tube
Un gros plan au X 40 laisse deviner ce tube très long (flèches rouges) : le col du spermatophore peut s’allonger beaucoup lors du transfert.
Enfin , prés de 2 spécimens femelles, quelques œufs : probablement œufs de résistance avec une enveloppe épineuse
En conclusion de cette observation assez exceptionnelle , sur laquelle j’ai passé plusieurs heures , il est intéressant de voir qu’avec le temps on peut approfondir la connaissance des spécimens et voir par soi même des choses qu’on ne rencontre pas souvent dans les documentations !
Actuellement avec la qualité des photos et surtout la connaissance des détails à observer je ne fais plus de montage de lames...Je préfère les observations « live »
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Dans tous les prélèvements marins on rencontre des copépodes à tel point qu’on finit par ne plus y faire attention. Il sont même parfois gênants car leurs mouvements rapides sur la lame déplacent les sujets que l’on observe . Au début de mes observations de plancton , il y a une vingtaine d’années, j’avais fait quelques lames montées à la gélatine glycérinée… En revisitant ces lames je retrouve cette image colorée d’un copépode de l’ordre des Calanus (qui compte une quarantaine de familles) :
On remarque deux choses : flèche rouge : une patte de la cinquième paire fortement modifiée (appelée P5) et flèche bleue : une antennule (A1) présentant une partie élargie . Ces deux détails font penser à un dimorphisme sexuel … Et vont aider à identifier l’espèce.
Il existe des clés de détermination (voir fin de page ) mais je ne suis pas à l’aise avec elles car elles supposent de connaître parfaitement la terminologie utilisée dans leur domaine et surtout de pouvoir visualiser les parties du spécimen qui permettent cette identification : en effet souvent les appendices intéressants sont cachés sous les spécimens.
Exemple de définition de clé : et ce n’est pas la plus compliquée :
Pointe terminale de Re3 de P3 et P4 fortement dentée en dehors ; F plus de 5 fois plus longue que large . »
Ici la pince très particulière (en médaillon) et assez bien visible, devrait nous aider ainsi que la particularité de l’antennule ...
Le recueil de 1933 de « Faune de France 26 » fourni des dessins correspondants qui identifient Paracartia Grani (en fait il semblait y avoir un doute par rapport à Acartia mais c’est la même famille).
Avec ce nom précis on peut interroger la remarquable base de données de l’Observatoire de Banyuls qui donne la fiche d’espèce de Paracatia Grani et les documents y afférant, provenant de plusieurs études sur l’espèce.(lien plus bas)
On retrouve les références bibliographiques de ces études sur le Net ; quelques planches extraites confirment la forme de la pince et montrent aussi celle de la femelle.
On remarque la complexité de la pince du spécimen mâle et on est un peu dans le cas où l’on trouve une pince mécanique dédiée à une spécialité artisanale et qui n’a qu’une seule fonction ; par exemple :
(Ici pince à Avoyer = donner de la voie à une lame de scie à bois en inclinant chaque dent alternativement sur la gauche et sur la droite )
On se doute que cette pince a une finalité précise dans l’accouplement , mais connaître son fonctionnement serait intéressant : cela s’apparente à de la rétro-ingénierie sur de la micro-mécanique. Comme il y a deux ou trois mâles sur la lame, on trouve diverses positions de la pince dont voici une image ‘nettoyée’ , à droite un schéma que j’ai fait à partir de ces images
La structure à droite sur mon dessin, en face de ce qui semble être une palette, a une structure très complexe et n’est pas plane : 3 images à des focalisations différentes au X 40 : pièce décrite comme « portant une pince, une tenaille, une cisaille »
On retrouve aussi sur les planches, le dessin de l’antennule A1. Photo ci dessous au x 40 Elle est aussi décrite et l’on apprends que c’est une antennule géniculée, à cause de la forme de l’articulation rappelant celle du genou. (A) Image au X 40 ci dessous :
G : griffe terminale (fortement colorée naturellement), A articulation ‘genou’ , flèche : sens de la flexion
On voit mieux sur cette image la partie épaissie qui montre un motif en chevrons qui fait penser à une fonction anti dérapante: les épines E semblent limiter la flexion du 2eme segment ...
Voyons de plus près le genou (A) à plusieurs niveaux de focalisation (à droite en négatif : on voit mieux des poils sur le 2eme segment : flèche verte )
J’ai passé plusieurs heures sur cette lame à retrouver des détails dont je découvrais l’existence au fil de mes lectures … la présence de plusieurs spécimens dans des positions différentes a été d’une aide précieuse.
J’ai aussi appris que ce copépode, observé la première fois en Norvège, est apparu dans nos contrées méridionales vers 1998 probablement à l’ occasion de transferts de coquillages depuis les parcs conchylicoles atlantiques vers les parcs des lagunes de méditerranée.
https://copepodes.obs-banyuls.fr/en/fichesp.php?sp=70
Advances in MARINE BIOLOGY The Biology of Calanoid Copepods by J. MAUCHLINE Dunstaffnage Marine Research Laboratory, Oban, Scotland Series Editors J.H.S. BLAXTER
1998 - Academic press
M.ROSE(Faune de France 26)Copepodes-pelagiques - 1933
FÉDÉRATION FRANÇAISE DES SOCIÉTÉS DE SCIENCES NATURELLES
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Bonjour
Pour la balance des blancs : si microscope avec lampe halogène régler l'appareil photo sur lumière artificielle. Le réglage du condenseur n'agit pas sur la balance. Par contre fermer le condenseur améliore la profondeur de champ. Pour régler l'intensité de la lumière utiliser le potentiomètre de la lampe. Par exemple avec l'objectif 100 pousser la lumière a fond et fermer le condenseur.
Mais les images sont récupérables ! voir ici :
Voici le résultat : en jouant sur l'ajustage des 3 canaux et l'étirement de l'histogramme :
Amitiés
JMC
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Bonjour Dominique
Je suppose que les images sont faites au Tomlov. La coupe colorée à l'acridine est magnifique !
Amitiés
JMC
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C'est le problème ! On n'a pas de référence pour déterminer la taille surtout dans les images sous marines . D’après la littérature, la plus longue chaine de zoïdes serait de l'ordre de 50 mètres...Je pensais aussi que la plupart des espèces étaient plus grandes mais sur des images scientifiques (avec échelle indiquée) on reste de l'ordre de 1 à 5 mm pour la taille des zoïdes, bien sûr la tige peut être bien plus longue...J' ai mis une échelle sur l'image de la cloche de muggiaea, les autres images sont à la même échelle. Les images partielles étaient faites à l'objectif X 6,3
Amitiés
JMC
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Bonjour
Ce qui m'a frappé c'est leur taille. On voit des images prises par des plongeurs mais on les croit plus grands qu'ils ne sont. Cela m' a été un peu difficile de retrouver des images partielles prises il y a 23 ans avec la caméra vidéo analogique petit champ et de reconstituer les individus entiers. A l'époque je n'avais aucune idée de ce que c'était et j'ai surement loupé des détails sur lesquels j'aurais pu faire de plus forts grossissements ! Mais ce sont des animaux fascinants et bioluminescents en plus...
Pour la petite histoire chaque année des quantités de vélelles (un autre siphonophore à flotteur aérien de quelques cm) s'échouent pas loin de chez moi, il faudra que je tente d'en récupérer !
Amitiés
JMC
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Bonjour,
Un article à mi chemin entre l'archéologie et la microscopie ! (j'ai utilisé des images de 23 ans !) de cnidaires marins moins connus....Un partie de l'un d'entre eux en fond noir à l'objectif x 6,3
Amitiés
JMC
Article ci dessous (cliquer)
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Les siphonophores sont un embranchement des cnidaires, et leur nom signifie en Grec « qui porte des tubes ». Tous les cnidaires ont une caractéristique commune : la présence de cellules urticantes : les nématocystes. Voici un exemple de cnidaire sous la forme d’une microméduse probablement Turritopsis nutricula . Elle n’est PAS un siphonophore
Les tentacules portent les nematocystes sous la forme de cellules spécialisées contenant un filament enroulé en spirale et terminé par une sorte de harpon. L’éjection du harpon est commandée par le contact de la proie avec un cnidocil qui sert de déclencheur. Le harpon injecte une substance qui paralyse la proie. A gauche nematocysts vus de dessus et en détail (flèche) la position du cnidocil. A droite cnidocystes déchargés les flèches indiquent le long filament que l’on devine enroulé en spirale dans le détail encadré de droite
L’étude et l’identification des siphonophores sont rendues difficiles par leur structure et les diverses phases de leur évolution. De plus leur corps gélatineux est fragile et il est difficile de les capturer complets. Une terminologie particulière a été développée pour décrire leurs composantes. Ce sont les plus complexes des cnidaires marins et leur grande diversité a engendré une systématique particulière basée sur des descriptions morphologiques
Voici leur position dans l’ordre des cnidaires :
Selon la configuration de leur colonie , les siphonophores peuvent être classés en trois groupes : les cystonectes, les physonectes et les calycophores. La colonie de cystonectes possède pneumatophore et siphosome (la chaine de zoïdes). Celle de physonectes a : pneumatophore, nectosome (les cloches nageuses) et siphosome. La colonie de calycophorans n'a pas de pneumatophore et possède nectosome et siphosome.
Le pneumatophore rempli de gaz sert de flotteur pour la colonie. Situé au sommet de la colonie il l’aide à rester au bon niveau de flottaison et la maintien verticale. Le nectosome est la région composée du ou des nectophores qui propulsent la colonie.Le siphosome est la partie inférieure : longue tige qui porte les autres zoïdes spécialisés pour l'alimentation : gastrozoïdes, la reproduction : gonozoïdes et la défense : dactylozoïdes.
Schéma montrant la configuration et les différentes parties d’ un calycophore : il faut imaginer la colonie verticale. Elle est constituée de plusieurs dizaines de zoïdes interdépendants répartis le long d‘une tige ou stolon, ce qui en fait de grands prédateurs
Un spécimen de calycophoran : muggiaea : on voit vers le haut de la cloche à gauche non pas un pneumatophore mais une goutte d’huile. En bas à droite les premiers zoïdes
Voici probablement une eudoxie = individu âgé qui se détache de la tige avec les trois types de zoïdes ; on y voit plusieurs structures intéressantes : gastrozoïde à gauche, somatocyst en forme de poire au milieu ; à droite détail à l’objectif X 15 de la partie sombre cerclée montrant une ébauche de tentacule avec des cnidocystes (flèche rouge)
Une autre eudoxie gonophore ( de muggiaea ?) avec le manubrium contenant les embryons . Au dessous détail du manubrium avec sa pointe rose
Images d’autres siphonophores ici (Physionectae ):
Ces espèces ont des zoïdes et nectophores mesurant quelques mm. Une espèce bien plus grande est la Physalia (Portugese man of war) avec un flotteur aérien de plus de 10 cm et des tentacules pouvant atteindre 10 m. Son contact est dangereux même pour l’homme.
Il est difficile de recueillir des spécimens complets de siphonophores au filet à plancton. La tige se rompt et les zoïdes sont perdus. Cela explique que les 177 espèces connues n’ont été que peu étudiées et parfois les eudoxies ont été considérées comme une espèce à part.
Note : Mes images utilisées datent de plus de vingt ans sur des échantillons récoltés en mer à partir d’un bateau et je n’ai pas eu l’occasion d’en rencontrer d’autres depuis.
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Bonjour
Désolé pour toi, l'ongle devrait repousser, sa base n'est pas touchée , mais il lui faudra du temps...
Amitiés
JMC
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Bonjour
Je ne vais pas re-inventer l'eau tiède, d'autant que les techniques décrites l'ont été dans divers posts, par divers participants mais j'ai pensé qu'il serait bien de les regrouper sur un sujet au titre facile à retrouver et illustrer les résultats qu'on peut obtenir.
Exemple comment améliorer cette image de la tête d'un Amphioxus pour mieux voir la bouche ? le problème est que le sujet bouge, on baisse l'éclairage (ici à incandescence) pour ne pas le troubler ....(image du haut)
et arriver à l'image du bas qui est plus acceptable ?
vous le saurez en lisant ici :
Amitiés
JMC
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L’un de mes sujets favoris est l’observation du plancton – vivant- ce qui créé des contraintes particulières pour l’obtention de bonnes images : les sujets bougent et il faut les suivre en jouant sur la platine XY, faire la mise au point , ouvrir ou fermer le condenseur, prendre la photo… Je pense que le meilleur opérateur serait ...une pieuvre avec ses 8 bras !
Cela explique que certaines images ne sont pas de bonne qualité : par exemple trop sombres, ou avec dominante couleur car l’appareil photo n’a pas eu le temps de faire la balance des blancs etc ...mais on veut conserver ces images d’un spécimen rare .
On va voir que l’on peut atténuer quelques défauts en utilisant des fonctions logicielles qui n’ajoutent pas de pixels à l’image d’origine. En effet certaines fonctions ré échantillonnent l’image en créant de nouveaux pixels. Un bon conseil est de toujours garder l’image originelle et de faire les traitements sur une copie.
Nous allons commencer par une fonction très pratique et rapide : l’étirement de l’histogramme en un clic. L’histogramme est un outil statistique montrant la répartition d’une population.
Mais d’abord un petit exemple pour illustrer ce qu’est un histogramme : prenons le cas de l’age de spectateurs lors d’une séance de cirque en famille : on regarde l’age de chaque spectateur et on lui affecte une colonne dans le graphe ci dessus . Si 8 spectateurs ont le même age par exemple 26 ans , la colonne aura une hauteur de 8 éléments. Sur le graphe on voit 3 pics : le premier à gauche correspond aux ages des enfants de 2 à 13 ans, celui du milieu à l’age des parents et celui de droite à l’age des grands parents accompagnant : en horizontal les classes d’age et en vertical le nombre de présents dans chaque classe
Transposons cette représentation pour les niveaux d’éclairement d’une image : on a l’image d’une échelle de gris et à droite l’histogramme correspondant aux valeurs d’éclairement. Dans l’échelle deux plages (marquées) ont la même intensité de gris ce qui produit une barre deux fois plus haute dans l’histogramme au niveau correspondant :
Voyons ce que cela donne en pratique sur une image qui ne comporte que 2 plages : une très sombre et l’autre un peu plus claire: (cas d’une photo qui manque de lumière). L’histogramme montre 2 barres situées plutôt aux niveaux sombres. En appliquant la fonction « histogramme stretch » le résultat à droite montre une image plus équilibrée en luminosité et on voit que l’histogramme occupe à présent toute la dynamique des niveaux du sombre au clair.
On voit aussi que les « barres » sont plus épaisses et l’explication se voit dans l’image améliorée : le blanc n’est pas uniforme (le noir aussi mais cela se voit moins) à cause du bruit contenu dans l’image.
Il s'agit du bruit électronique du capteur CCD ou Cmos, bruit qui a un niveau constant mais lorsque le signal utile (la lumière) diminue, le capteur compense en augmentant son amplification (Gain) et augmente aussi la contribution du bruit : le rapport signal/bruit (S/N ratio) se dégrade. Ce bruit est dû à la nature quantique des électrons qui se déplacent par paquets, et leur agitation augmente avec la température ce qui augmente aussi le bruit Les caméras à haute sensibilité utilisées en astronomie sont refroidies par effet Peltier
Premier essai d’un étirement d’histogramme sur cette image de micro méduse qui manque de lumière : en un clic l’image est meilleure. Au dessous les histogrammes de luminance des deux images : sur celui de droite on voit qu’il occupe la totalité des niveaux du plus foncé au plus clair
Pour les images en couleurs on aura 3 pics dans l’histogramme correspondant aux 3 couleurs utilisées par les filtres de la matrice du capteur . Les traitements qui suivent sont faits avec PaintShopPro 5 mais existent dans Photoshop et autres logiciels…
Exemple avec une image colorée : voici un spécimen de copépode du genre pontellina vivant : c‘ est un sujet rare car pas d’images sur le Web ! L’éclairage a été diminué pour ne pas l’exciter et on voit une dominante rouge . On va faire coïncider les pics rouge et bleu avec le pic vert qui est le mieux centré sur l’histogramme
En utilisant les curseurs du menu RGB adjust :
en superposant les 3 pics, la couleur du fond se rapproche du blanc : plus les pics vont vers la droite de l’histogramme plus l’image sera claire . On améliore encore en appliquant l’étirement d’histogramme qui déplace les trois pics vers la droite
Si le contraste est faible la fonction « gamma correct » améliore sensiblement le résultat
Autre exemple avec une larve d’ echinocardium cordatum (oursin coeur) se métamorphosant en adulte La dominante verte vient du capteur qui n’a pas eu le temps de faire la balance des blancs
On remarque que sur l’image de droite les taches dans le fond ont disparu ! Cela n’a rien à voir avec l’histogramme mais avec une fonction (cercle vert) de la visionneuse d’image de Windows 10 illustrée ci dessous : on déplace le pinceau (= le cercle centré sur le défaut) et le logiciel remplace la tache par la moyenne des pixels environnants
Autre logiciel En utilisant l’application de windows 10 « Image Composite Editor » qui réalise des panoramas , on va traiter ces 2 images partielles d’un cladocère simocephalus :
on obtient cette image « stitched » qui a été corrigée avec les fonctions décrites plus haut : RGB/histogram stretch/ gamma correct : le but était d’obtenir plus de détails en utilisant un plus fort objectif mais alors le sujet dépassait du champ et on est obligé de combiner 2 images Attention ce logiciel ajoute des pixels
Autre exemple un peu plus complexe avec ce tanaïdae : 5 photos élémentaires au 2 X:
Résultat avec ICE mais sans optimisation du fond :
Voilà donc quelques techniques de « sauvetage » d’images mais bien sûr cela ne dispense pas de s’appliquer à faire les meilleures images lors de la prise de vue. Les traitements d’images ne peuvent PAS apporter de l’information là où elle est absente.
N’ oubliez pas les limites des logiciels : Garbage in, garbage out !
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Bonjour Dominique
Avec mes excuses l'orthographe exacte est : Pylaiella littoralis .... Il n'y a pas beaucoup d'images microscopiques sur le Net et en tous cas pas aussi réussies que les tiennes. D'une pierre deux coups (one stone, two birds comme disent les Anglais !) j'ai pu identifier mon image....
Amitiés
JMC
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Bonjour
peut être ici ?
https://www.ccap.ac.uk/catalogue/strain-1330-2
voir les vignettes au dessous de la grande image
pilaiella littoralis
Amitiés
JMC
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Exploration d'un bac extérieur rempli d' eau
in ÉCOSYSTÈMES MICROSCOPIQUES
Posted
Bonjour Dominique
L'algue filamenteuse n'est pas une cyanobactérie... Je pense à Geminella peut être , mais je ne suis pas très riche en algues d'eau douce !
Amitiés
JMC