Jean Marie Cavanihac

SUITE...... De gauche à droite : Scenedesmus, Desmodesmus, S. acutus, Comasiella Clamydomonales : noter les flagelles (flèches bleues) , Gonium pectorale , eudorina, haematococcus, pleodorina Eugleniens : Lepocinclis, Euglena 2eme ligne Phacus , Phacus longicaudus Autre euglénien : Trachelomonas : on devine le flagelle à droite Chrysophyceae – chromulinales : Dynobrion flèche bleue : flagelle Algues filamenteuses Oedogonium : flèche rouge organe de reproduction Zygnemales : Mougeotia : avec un chromatophore vrillé : en bas réaction à la lumière (G) et à l’ombre (D). par forte lumière le chromatophore tourne pour se mettre perpendiculaire au flux lumineux Ulothrix Spirogyre : la flèche indique le noyau ; en bas cellules en conjugaison entre filaments mâle et femelle pour former le zygote Vaucheria ::classe xanthophyceae (ochrophytes – chromista ) fructification : oogone femelle (ovoïde) et anthéridie mâle Les images suivantes décrivent des spécimens d’autres embranchements Eukariota/SAR/strameopliles//ochrophyta/ Chrysophyceae : Synura (algues dorées) Sur le détail d’une cellule : image du milieu, on devine un des deux flagelles (flèche bleue) et les écailles siliceuses qui recouvrent la cellule. Image de droite Urogléna Cyanobacteries ou « algues bleues »: Classification : Bactréria/cyanophyceae/chroococcales de G à D oocystis, oscillaires, 2eme ligne : Dictylosphaerium , Nostoc Un peu en vrac (mais ne pas les confondre leurs noms étant proches !) Le suffixe « monas » désigne des organismes pourvus d’un ou deux flagelles Clamydo = manteau -->Clamydomonas/ Chlorophyceae/ clamydomonadales Crypto = caché → Cryptomonas /Eucariota/cryptista/cryptophyceae/ cryptomonadales Chilo = lèvres --> Chilomonas : /Eucariota/cryptophyceae/ cryptomonadales Flèches bleues : flagelles Il peut y avoir (il y a sûrement !) quelques erreurs dans l’identification des algues car certaines images sont très anciennes et je ne connaissais pas assez les organismes que j’observais , à l'époque, pour identifier certaines particularités ( par exemple nombre de flagelles …) La connaissance à priori de ces éléments (c’est aussi le but de cet article ) permettra, j’espère, une meilleure précision dans les futures déterminations . * rappel des niveaux de la classification : Règne / embranchement / classe / ordre / famille / genre / espèce Beaucoup de planches illustrées ici : https://www.plingfactory.de/Science/GruKlaOeko/Teichleben/e-TL3.html

Après plus de 25 ans d’observations d’échantillons provenant de divers biotopes, j’ai pensé qu’il serait intéressant de regrouper ces informations sur ce thème des algues microscopiques en eau douce en illustrant par les spécimens les plus communs. On ne parlera pas ici des diatomées qui sont assez nombreuses pour justifier un chapitre à part. Comment faire pour recueillir ces échantillons et surtout où prospecter ?: voici quelques exemples de lieux réels où ont été faits les prélèvements. De plus les échantillons contiennent de nombreuses formes animales (rotifères, cladocères, protozoaires, vers….) : Petit fleuve côtier dans la campagne mais aussi en pleine ville (image à droite) avec berges bétonnées ! (contrairement à ce que l’on pourrait penser ce fut un des plus riches prélèvements obtenus) la hauteur des rives aménagées rappelle qu’une crue à plus de 12 m de haut a été constatée dans les années 70 ! Autres biotopes : une mare d’un jardin public et une des pièces d’eau d’un jardin aménagé à partir d’une ancienne carrière de lave exploitée par les romains ! Autres lieux plus originaux : un ancien abreuvoir pour chevaux le long d’une route et une retenue d’eau servant à réguler un petit ruisseau Enfin et plus facile à trouver, une fontaine sur une place de village. Le flacon de 6 cm de haut à droite est facile à mettre dans la poche pour les prélèvements La classification est un peu complexe mais voici un résumé (non exhaustif !) des ordres principaux et la position des espèces que nous allons voir. La classification s’ appuie sur des similitudes morphologiques, les modes de reproduction mais les études sur l’ADN feront certainement apparaître d’autres filiations (*) Streptophytes / les desmidiées classe des Zygnematophyceae, préférant les eaux douces acides (pH de 4 à 6), tourbières etc, reproduction par conjugaison Clostérium : image de droite ci dessous: détail des microcristaux de sulfate de baryum agités par les courants internes Pleurotaenium Sphaeropleales de gauche à droite : coelastrum, kirchenerellia, ankistrodesmus , golenkinia, 2eme ligne monoraphidium Cylindrocapsa geminella , à droite Tetraedron De G à D: Sélénastrum , Ankistrodesmus, coelastrum Hydrodictyon : images de cellules à 2 grossissements ( x 40 à droite ) De gauche à droite : Pédiastrum simplex, P. duplex, P duplex, P duplex, Pédiastrum tétras Suite ci dessous

Bonjour Merci de vos appréciations. !.. Mais je me pose quand même une question sur ces élevages où la densité des sujets par m3 doit être très élevée. Dans ce cas les risques de diffusion de maladies sont grands et je ne serais pas étonné de l'usage massif d'antibiotiques ! ( et les contrôles hors de France sont souvent " light"...) Sur thème proche j'ai trouvé dans l'échantillon ce qui me parait être un oeuf ( de parasite ?) toujours au X 40 Amitiés JMC

Chaque semaine sur la grand place pas loin de chez moi, se tient un marché forain et l’un des artisans fait une très bonne paella bien garnie, moules, seiche, poulet , légumes … qu’il agrémente avec de grosses crevettes. Celles ci arrivent congelées dans une barquette Par les chaleurs actuelles, pas envie de sortir après le repas et il me vient l’idée de savoir ce que mangent ces crevettes. Je ne me fais pas d’illusions, elles viennent d’élevages industriels, nourries avec des granulés et sont cuites rapidement puis congelées. Mais comme elles vivent dans l’eau serait il est possible que leur transit intestinal renferme des diatomées ? En décortiquant la crevette , on trouve en position dorsale un boyau rempli d’une matière sombre (ne pas faire devant les petits enfants : sinon « beurk j’en veux pas ! ») En prélevant quelques fragments et les diluant dans de l’eau on les dissocie facilement et il ne reste plus qu’ a en prélever une goutte Parmi de très nombreux éléments brunâtres et non identifiés, on trouve effectivement quelques rares diatomées : un morceau de coscinodiscus et d’autres inconnues...Toutes les images qui suivent au x 40 Mais on trouve aussi des choses inattendues ! D’abord ces eugléniens : L’ IA de Lens (à qui je n’ai rien demandé !) me suggère que les formes ovoïdes pourraient être ostropsis : une dinoflagellée toxique...Mais comme les images ci dessous sont celles de Lepocinclis caudatus, les ovoîdes pourraient être L. Texta. Les flèches rouges montrent les marques spiralées sur l’extérieur qui collent bien avec l'enveloppe de Lepocinclis et Lepocinclis taxa : on voit mieux les spirales sur l'image de droite Mais ce qui est moins cohérent c’est la présence d’algues d’eau douce ! Quelques rares pédiastrum et davantage de scénedesmus ! Plus quelques autres algues que je ne peux identifier autres : l'image de droite semble être une dinoflagellée on voit le sillon du flagelle (flèche) Ce n’est peut être pas si étrange que cela puisque l’ IA - toujours -, pointe vers Macrobrachium rosenbergii , crevette « géante » d’eau douce : production mondiale 8 millions de tonnes surtout en Asie. En France dans le Gers et l 'Ain aussi, quelques élevages. Voilà pour cette petite enquête post prandiale …. Il est à noter que malgré les traitements thermiques, ces algues sont assez bien conservées ... Pour ceux qui s’inquièteraient en se disant que je n’ai vraiment rien à faire pour prendre le temps de regarder les déjections de crevettes, je les rassure, je suis occupé mais de temps en temps, faut bien s’évader ! Amitiés JMC

Bonjour Jean Luc Très intéressante observation ! Je n'ai jamais rien observé de tel . J ai très peu de grains de sable dans les prélèvements au filet. Comment as tu interrogé les IA ? sur la photo ou avec un prompt descriptif ? Amitiés JMC

Bonjour Première image Closterium monoliférium je pense , (mais assez dégradé ) deuxième : protozoaire Bursaria (la tache marron n'est pas un stigma mais probablement le contenu d'une vacuole digestive ) Amitiés JMC

Bonjour IZMI Et merci ! Ce n'est pas un catalogue, juste les spécimens que j'ai trouvé au cours des années ! J'aurais bien aimé voir des amibes flagellées mais pas trouvées ! Comme je disais dans l'article, la classification évolue et en effet les mastigamoeba sont, à présent , bien considérés comme amibes et non comme flagellés. Amitiés JMC

Mea culpa ! effectivement l’échelle est fausse à la fois sur les images de cette difflugia ET sur les mesures ImageJ... J'ai dû travailler sur des images réduites 1/2 (?) : voici les bonnes échelles (faites sur l' image brute - là ou ou voit le diamètre du champ - qui a été redimensionnée après) : Cela m'est revenu dans la nuit : le diamètre du champ du X 40 est d'environ 400 µm : la théque me paraissait petite par rapport à ce champ Amitiés JMC

Merci Dominique C'est surtout de la compil d'images anciennes ! Ce qui m'a bien plu c'est la culture involontaire d'amibes à domicile : aucun problème pour en trouver à la demande ! PS : il me semble y avoir une incohérence avec les mesures ImageJ. Peut être pb dans l'étalonnage : pas de souci , je vais puiser quelques spécimens et je vérifie ! Amitiés JMC

suite Trouvées en petit nombre ces spécimens de petite taille, sans doute euglyphida... ; on devine le pseudostome dentelé, des motifs géométriques (écailles siliceuses) sur la thèque de la première image et peut être un pseudopode fin sur la dernière image à droite (flèche rouge) Bien qu’il n’y ait pas eu de nombreuses espèces différentes dans ce prélèvement (culture involontaire !) à domicile, l’observation n’en est pas moins intéressante étant donné le nombre important de spécimens ce qui permet de comparer les caractéristiques entre individus d’une même espèce. D’ailleurs j’ai oublié un paramètre important , que j’ai pu retrouver grâce au « stock » de la centaine d’amibes : il s’agit des dimensions de la thèque : les mesures sur un individu de profil (à gauche) et un autre de face permettent de voir que la thèque est aplatie : Images au X 40. pour en savoir plus : https://theses.hal.science/tel-01458824v1/file/these_A_DELAINE_Maxence_2016.pdf

Les amibes représentent un embranchement du règne des protistes: assez particulier en ce sens que leur classification par des méthodes purement morphologiques est difficile, la taxonomie évoluant de manière dynamique . En particulier les noms d'espèces trouvés dans des ouvrages anciens peuvent être obsolètes à présent . Les amibes sont des protozoaires eucaryotes unicellulaires vivants dans le sol ou les eaux. Leur origine remonterait à environ 2 milliards d’années et elles interviennent dans beaucoup de processus biologiques Une espèce a eu une forte publicité dans le grand public à cause de son surnom : Naegleria fowleri « amibe mangeuse de cerveaux ». Elle résiste aux moyens de désinfection et peut se retrouver dans l’eau des piscines ! D autres espèces (Entamoeba...) peuvent provoquer des problèmes digestifs et les amibiases frappent environ 10 % de la population mondiale en étant une des premières cause de mortalité. Ce préambule pour rappeler de prendre les précautions d’usage lors de leur observation : travailler dans un endroit isolé (pas sur la table de la cuisine !), ne pas manger ni boire pendant leur manipulation, désinfecter le matériel, pipettes, lames ... après usage …. On peut distinguer deux types de morphologies : les amibes libres et les amibes à thèque. Amibes libres : Elles sont constituées d’une masse de protoplasme dont la forme varie constamment au gré de leurs déplacements : leur transparence permet d’ identifier des éléments remarquables: membrane déformable, noyau, vacuoles contractiles et digestives, inclusion parfois de bactéries , virus ou champignons éventuellement pathogènes Un exemple : images prises au X 40 à 10 secondes d’intervalle pour illustrer le mouvement : la flèche rouge montre la thèque d’une autre amibe qui a été phagocytée. Les zones floues rappellent que l'amibe n'est pas plate mais se déplace sur les 3 dimensions ! En l’absence de support l’ amibe peut prendre cette forme étoilée : (autre spécimen) Un exemple d' amibe particulière : gromia avec des pseudopodes très fins Euglypha acanthophora : les motifs de la thèque sont formés d’écailles siliceuses circulaires juxtaposées Euglypha denticulata Avec sa forme très caractéristique : Centropyxis 2 spécimens différents où l’on voit le pseudostome d'où sortent les pseudopodes (non visibles ici) Une espèce très représentée : difflugia : la thèque est composée de grains de sable agglomérés, souvent des grains de quartz Autres exemples de difflugia : celle de droite grignote une spirogyre Autre espèce de forme caractéristique facile à identifier : Arcella ; avant de voir en détail cette espèce, trois vues de spécimens différents de face, 3/4 et profil où l’on peut voir que les thèques ne sont pas plates Arcella suite : une vue de deux spécimens l’un juvénile encore transparent et l’autre adulte : dans l’encadré on peut voir un Zoom sur la structure de la thèque constituée de grains de silice enrobés dans un liant organique . Images au X 40 Une image en contraste de phase d’un spécimen encore assez transparent . La flèche indique le noyau on remarque le protoplasme replié sur les bords de la thèque Cyphoderia ampula : Un phénomène curieux : reproduction probablement (image de gauche) ? lors de l’observation un flux de particules circulait entre les deux spécimens. A droite autre spécimen montrant le col sur la gauche d’où sortent de fin pseudopodes . Image du milieu avec en détail un zoom sur la structure de la thèque On trouve des amibes dans tous les milieux et parfois elles viennent même à domicile ! J’avais mis à tremper dans une bouteille à large goulot , des boutures de bégonia pour qu’elles fassent des racines ; elles sont restées dehors plusieurs saisons . Un an après le fond de la bouteille contenait alors des débris végétaux et des poussières probablement amenées par les épisodes de vents du sahara. . L’observation montre de très nombreuses amibes à thèques et quelques amibes libres. L’intérêt réside dans le fait que, contrairement à des échantillons extérieurs où on ne trouve qu’une ou 2 amibes, ici il y en a des centaines ! Tout d’abord ces pseudodifflugia oviformis : 2eme image thèque vide montrant le col , 3eme image de reproduction, la nouvelle thèque est produite en premier ; dernière image dîner en tête à tête ? ! la thèque serait faite d’une épaisse couche de phosphate de calcium recouverte d’un vernis organique . L’autre espèce encore plus représentée pourrait être : Difflugia alhadiqa ou difflugia cylindrica ? on remarque côté ouverture (pseudostome) -cercle rouge- une accumulation de particules de quartz de plus grosses tailles, probablement pour faire barrière à des prédateurs. Dernière image en polarisation Ici le spécimen se redresse et le grand axe de la thèque se mets en position verticale (perpendiculaire à la lame) pendant les déplacements provoqués par les pseudopodes, qui sont bien visibles ici Une autre image : reproduction ou prédation ? La thèque de gauche est colonisée par des algues chlorelles. Ce devrait être la plus ancienne . Une image au X 100 (immersion eau) qui apporte un plus de détails sur les grains à la surface de la thèque , mais lors de l’observation l’objectif a fait bouger la lamelle et le spécimen vu de profil possède une thèque aplatie. On voit aussi des chlorelles autour du pseudostome comme dans l’image ci dessus (commensalisme ? : car pas de chlorelles sur les théques vides ) Une petite espèce trouvée dans le même environnement : en position de face et de profil , le pseudostome se voit bien sur la troisième photo de profil: Peut être Trinema

suite de la suite .... En parlant de spécimens qu on ne rencontre pas souvent (heureusement !) La puce Larve de moustique Rotifères, : les rotifères avec lorica rigide sont moins déformés. ici : lepadella Voila quelques exemples de sujets plus ou moins rares . Actuellement je ne fais pratiquement plus de lames , sauf exceptionnellement pour des sujets hyper rares ! La documentation photographique suffit surtout quand , avec l'expérience , on sait a priori les détails qu'il faut observer pour déterminer les espèces ...

Il y a quelques temps, j’avais fait une revue de lames réalisées depuis plus de 20 ans.Voir ici : https://forum.MikrOscOpia.com/topic/20250-revue-de-mes-anciennes-lames/#comment-84293 Les sujets présentés étaient tous d’origine marine et on pourrait se demander si cette technique fonctionne avec des organismes plus – terrestres . La réponse est positive et on va voir que les résultats sont peut être plus faciles à obtenir. Pourquoi faire des lames montées : simplement pour conserver des spécimens un peu rares ou prélevés dans des lieux où l’on n’a pas souvent l’occasion de revenir. On peut ainsi revoir plus tard des détails qui nous ont échappé lors des observations initiales. Je rappelle - pour exemple - le protocole utilisé : - Fixation au picroformol de Bouin (mais on peut utiliser d’autres fixatifs sans formol) Voir les travaux de Walter Dioni ici : https://www.microscopies.com/DOSSIERS/Magazine/Articles/Walter-Dioni-GALA-1/GALA-1.htm Le GALA 60 tel que décrit ci dessus fonctionne bien avec les végétaux - lavage (important : si utilisation du Bouin) retirer l’excédent d’eau - ajout liquide glycériné qu’on laisse évaporer à l’abri de la poussière - coloration (si utile) puis nouveau lavage - montage à la gélatine glycérinée sur platine chauffante - pose de la lamelle (en évitant de piéger des bulles ) - rinçage lame à l’eau froide pour enlever la gélatine qui a pu déborder de la lamelle - scellement au vernis à ongle transparent quand la lame est bien sèche - Ne pas oublier une étiquette d’identification avec le nom du sujet et l’année du montage ! La botanique en particulier se prête bien à la réalisation de ces montages : par exemple les pollens : ici un grain de pollen d’hibiscus (au X 40) et grains colorés d’origine inconnue à droite, on voit bien les pores (NB : penser à noter le nom de l’espèce étudiée sur l’étiquette de la lame : prendre une photo de la plante si besoin). Parfois il est utile de dégraisser le pollen dans une goutte d’alcool éthylique avant de procéder au montage Poil de tige de lierre : Poils de tiges de géranium : leur extrémité en forme de coupe porte encore une goutte d huile odorante Poil d'ortie : le poil est creux et lorsque la point se brise , la substance irritante contenue dans la base est injectée Divers poils ( je n'ai pas suivi mes conseil et pas identifié leur provenance !! ) Mais il y a aussi des graines qui utilisent des poils pour se disséminer par exemple en s’accrochant à la fourrure des animaux (ou à nos vêtements !) . C’est ce genre d’observation qui a conduit à l'invention du Velcro . Image au x 2,5 Un peu plus technique : les coupes végétales , tiges, bourgeons etc . L’habileté du botaniste intervient d’avantage mais quelques accessoires simples et peu coûteux permettent d’obtenir des résultats intéressants par exemple : https://www.mik-mag.fr/2004/05/une-tranchette-precise-et-bon-marche-pour-lenseignement-de-la-botanique/ On peut rencontrer des bulles piégées dans le parenchyme. On peut les atténuer en trempant la coupe dans un agent mouillant par exemple UNE goutte de liquide vaisselle dans un demi verre d ‘eau puis dans un mélange 50/50 eau alcool. Un classique des livres de SVT : la coupe de feuille d’oyat qui illustre l’adaptabilité en milieu sec : la feuille se referme sur elle même pour réduire la surface exposée : X 2,5 fond noir : Coupe d’une aiguille de pin (plus facile à trouver que les oyats) Ici la même à l’état frais: https://forum.MikrOscOpia.com/topic/5596-coupe-daiguille-de-pin/#comment-2236 Divers botanique : amidon de la banane (en fond clair et polarisation), Algues d’eau douce (mais se distordent lors du chauffage) ici spirogyres Mais il est aussi possible de conserver des formes animales : Cladocère d’eau douce (probablement Chydorus) Insectes :cornée d'un oeuil de papillon, une écaille des ailles de papillon Un insecte (piqueur !) entier : taille 1 mm (composition de 4 images par Image Composite Editor). Peut etre Scleroderma Domesticum rendu transparent par bain de soude Une larve de chiromonidé colorée à l'éosine , qui avec le temps, est restée fixée sur les muscles :

J’aurais pu intituler cet article « Vingt ans après » mais le titre est déjà pris Le but est de revoir - au moins 20 ans après leur réalisation -, diverses lames que j’ai montées selon le protocole suivant : - Fixation au picroformol de Bouin - lavage - ajout liquide glycériné laisser évaporer ou enlever le surplus par le coin d’un mouchoir papier - coloration (si utile) puis lavage - montage à la gélatine glycérinée ** (faite maison) sur platine chauffante - pose lamelle - rinçage lame à l’eau froide pour enlever la gélatine qui a débordé de la lamelle - scellement au vernis à ongle quand la lame est sèche Au début de mes observations, surtout de plancton, je souhaitais garder les sujets pour examen ultérieur, quand j’aurais eu plus de documentation sur leurs caractères spécifiques. La photo est un bon moyen, mais souvent les éléments d’identification fine n’y sont pas toujours visibles selon comment a été faite la mise au point lors de la prise de vue. Pour des sujets très transparents (et sachant qu’ils s’éclaircissent avec le temps ) j’utilisais deux colorants : l’éosine et le vert de bromocrésol ( un indicateur de pH virant bleu à pH=4) Rangement dans des boites faites maison avec du carton ondulé (5 boites comme celle ci ) ce qui fait dans les 250 lames à explorer. Noter la petite astuce consistant à repérer sur l’étiquette la position approximative du sujet sous la lamelle (surtout s’il y en a qu’un ) : point marqué par la flèche rouge. Bien entendu après plus de 20 ans les lames ne sont pas toutes en parfait état ! Les principaux défauts : rétraction de la gélatine qui n’englobe plus le sujet (récupérable, on le verra), développement de structures qui ne semblent pas être des moisissures (peut être des bulles ?), sujets non colorés devenus trop transparents …Par exemple cette anémone de mer encore visible mais entourée de ces structures Comment rajouter de la gélatine ? C’est assez facile avec la platine chauffante ci dessous (alimentée par le transformateur de la lampe du microscope). A gauche exemple de gélatine rétractée (flèches) sur une lame contenant un polype de méduse On gratte le vernis sur un coté de la lamelle au plus prés de la bulle, on pose la lame sur la platine et on ajoute un fragment de gélatine sur la partie grattée : celle ci en fondant s’infiltre par capillarité et on peut éliminer les bulles en tapotant légèrement sur la lamelle . Voici un effet non prévu du fixateur : le Bouin est acide (contient de l’acide picrique) et ramollit voire dissous les structures contenant du calcaire, d’où l’allure « mole » de cette larve d’ophiure (a droite spécimen vivant) .Donc attention ! Voyons les résultats sur divers sujets planctoniques et ce qu’ apporte l’examen à postériori de ces lames pour retrouver des détails qui ont échappé aux premières observations Voici une larve de galathéa. (espèce de crabe) l’observation des détails de la queue permet de préciser l’espèce Autre exemple : sur ce chaetognathe Sagitta : on voit très bien sur la tête les crochets de chitine mais la littérature fait état de dents antérieures et postérieures, dents antérieures que je n’avais pas vu et que l’on va retrouver dans le détail au X 40 Autre exemple encore plus intéressant de recherche à posteriori: j’avais remarqué sur cette femelle copépode ( calanus paracartia identifié à postériori sur cette lame ) un détail qui m’avait échappé : flèche rouge avec détail à droite : coloré en rose (sur l'image) on voit un spermatophore Lors de l’accouplement le mâle maintient la femelle grâce à une patte modifiée en pince et lui transfère le spermatophore qui va adhérer à l’abdomen de la femelle comme spermathèque et les spermatozoïdes contenus féconderont ses œufs en temps utile …voir ici les détails : https://forum.MikrOscOpia.com/topic/20108-reproduction-du-cop%C3%A9pode-paracartia-grani/#comment-83424 Autre sujet facile à conserver : radula de patelle ;La patelle, coquillage qui a la forme d"un chapeau chinois, possède (comme les escargots) cet organe chitineux qui lui permet de râper les algues Sur cette larve de crabe stade zoéa , le X 40 sur l’œil permet de voir les ommatidies A la longue les colorations à l’éosine, qui étaient uniformes, se différencient en se fixant sur les muscles ; par exemple sur ces gnathopodes de caprelles : peut être à cause d’un rinçage insuffisant du Bouin car l’éosine se décolore en milieu acide Idem pour cette larve de crabe stade mégalops : les fins muscles sont colorés en rose Avec le temps : le foraminifère de droite a perdu la matière minérale (acidité du Bouin sur le calcaire ? ) et on voit l’organisation des chambres , alors que l’autre est resté inchangé et peu transparent. Autre exemple de bonne conservation : ces alevins de poisson , sur celui de droite : on voit la vessie natatoire et les vertèbres (X 2,5) Bonne conservation pour ces vers : polychaete qui a beaucoup pâli à gauche et annelide Un dernier exemple avec ces dinoflagellées et ce tintinide Favella Voilà donc quelques exemples de montages à la gélatine sur des organismes marins. Je ne sais pas si les résultats seraient meilleurs avec le Baume du Canada, ou les résines synthétiques modernes. Je crains que les déshydratations préliminaires ne déforment beaucoup les échantillons. Un avantage de la gélatine est sa rapidité d’utilisation. Le procédé fonctionne bien avec les plantes et les coupes végétales. Mais ceci est une autre histoire …. * Note : une recette de gélatine de notre regretté Walter Dioni et d’autres milieux de montage https://www.microscopies.com/DOSSIERS/Magazine/Articles/WD-MILIEUX/Montage.html