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Jean Marie Cavanihac

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Messages posté(e)s par Jean Marie Cavanihac

  1. Bonjour

     

    Félicitations à Dominique pour cette série sur le calamar ! J'admire la patience car la dissection de cette masse blanchâtre n'est pas aisée !

     

    Pour le système circulatoire, la logique voudrait que le coeur Central se contracte une fraction de secondes après les coeurs branchiaux, une fois que le sang oxygéné y est revenu après son passage dans les branchies (par analogie avec le système oreillettes/ventricules des vertébrés). C'est vrai que ce n'est pas visible dans la remarquable vidéo...

     

    Amitiés

    JMC

  2. Bonjour

     

    Il n'y a pas de rubrique "documentation" aussi je poste ici ce lien du Michigan Technological University , il s'agit d'un "open book" (accès libre) dont tous les chapitres sont intéressants avec des conseils pour les préparations etc ...Un gros travail bien présenté  qui peut aider à l'identification des sujets et à la microscopie en général. ! Le plus souvent les  sites en .edu sont pérennes mais libre à vous d'en faire une archive ! (1200 MO !)

    Le titre Bryophytes ecology est un peu réducteur mais on y trouve des chapitres sur protozoaires , rotifères etc

    Le volume 2 qui donne des images de rotifères inclue aussi, fungi, insectes, et autres habitants des bryophytes par exemple

    Volume 3 : modes de collecte et observation, coloration, montage (appliqués aux mousses mais utilisables ailleurs)

    Volume 4 mousses...(1740 pages quand même )

     

    https://digitalcommons.mtu.edu/oabooks/4/

     

    Amitiés

    JMC

  3. Bonjour

     

    pour aider :

     

    Carmin aluné :

    Colorant de la cellulose.
    Ajouter à 100 mL, 4 grammes d’alun de potasse et 1 gramme de carmin, faire bouillir très doucement un quart d’heure environ, laisser refroidir et filtrer, ajouter quelques gouttes de formol pour éviter le développement de moisissures.

     

     

    Extrait du site  où il y a d'autres préparations :

    https://www4.ac-nancy-metz.fr/physique/ancien_site/labos/doc/indicateurs/indicateurs.htm

     

    Amitiés

    JMC

  4. Bonjour

     

    ce n'est peut être pas le bon forum pour poster cette observation , mais cet organise marin m'a d'abord fait penser à une algue sauf qu'on ne voit pas de chlorophylle !

     

    Et en effet les Beggiatoa sont des bactéries autotrophes chimosynthétiques tirant leur énergie de l’oxydation des sulfites et sulfures. Elles se développent à l’interface entre des milieux sans oxygène (vases) et  l’eau de mer. Et aussi dans les sources chaudes à grande profondeur.

    On distingue dans les cellules des granules de sulfures (encadré) . L'échelle correspond à l'image principale . Le spécimen observé est très légèrement mobile par glissement.

     

    Le prélèvement est fait sur un cordage trempant dans l'eau e.n grattant le dépôt

     

    post-3-0-34818000-1666693218.jpg

     

    AMitiés

    JMC


     

  5. Bonjour

     

    Puisqu'on en parle, voici les pipettes que j'utilise depuis des années (matériel très sophistiqué ;))

    En 1 j'utilise une dosette de collyre comme "poire" qui est assez "dure" ce qui évite d'aspirer trop de liquide et de perdre le spécimen dans la poire . introduit a force un tube de verre (mais ce pourrait être en plastique ) et au bout, toujours entré en force,  un capillaire plastique diamètre interne 0,5 mm.

     

    2 une poire ( récupérée comme contenant de sauce dans un entremet !) avec un morceau de gaine thermodurcissable transparente emmanchée en force, et son diamètre réduit en chauffant pour avoir une extrémité effilée

     

    3 poire idem avec un capillaire verre (tube à hématocrite) non effilé en bout : ouverture 1 mm

     

    4 Une pipette plastique usage unique (mais elle sert depuis des années ) pour aspirer dans le flacon d’échantillon (aspiration plus puissante)

     

    5 une macro pipette diamètre interne 4 mm: tube verre monté sur poire (rouge) de labo (avec 2 spires en noir de ruban auto vulcanisant pour adapter le diamètre) Utilisée pour spécimens > 1 mm.

     

    Je me sert pratiquement toujours de la 1 pour isoler un spécimen ...

     

     

    AMitiés

    JMC

    post-3-0-99035600-1665568916_thumb.jpg

     

  6. Il existe plusieurs espèces de bryozoaires marins (littéralement à partir du grec Bryo : mousse et Zoos animal) dont certaines possèdent des loges calcaires  contenant les individus (ou Zoïdes) mais l’observation ci dessous explore une autre espèce qui ne possède pas de structure calcaire, donc reste molle et  assez transparente pour voir l’anatomie interne des spécimens.

    Il s’agit ici d’un bryozoaire cnenostome  zoobotryon verticillatum (toujours du grec : zoos : animal et botryos : grappe de raisin ). Plus connu sous le surnom de bryozoaire spaghetti car il ressemble assez aux vermicelles asiatiques ! Image de l’échantillon :

     

    post-3-0-87871900-1661593507_thumb.jpg

     

    Bizarrement sur le net on trouve beaucoup de photos de ces buissons d’individus sur des sites de plongée par exemple mais très peu d’images microscopiques  des zoïdes eux mêmes. Donc allons documenter cet aspect d’autant qu’il s’agit de spécimens faciles à prélever et qui se conservent plusieurs jours pour leur étude.

    Quand on parle de buissons ce n’est pas une image ,les colonies peuvent atteindre 30 cm de diamètre voire 1 m et dans les ports peuvent causer des dégâts sur les prises d’eau en les obstruant ! Ils se développent rapidement lorsque l’eau de mer atteint les 22 degrés ce qui a été le cas cette année pendant plusieurs semaines.

      Buisson à 80 cm de profondeur et site du prélèvement, à droite sur une coque.

     

    post-3-0-64714200-1661594454_thumb.jpg

     

    On y distingue deux types d’individus :  Les autozoïdes chargés de nourrir la colonie et un autre type : les kénozoïdes qui forment un stolon  servant de support aux autozoïdes

    Voyons le détail d’un autozoïde : à droite détail du lophophore à 8 branches couvertes de cils qui ramènent les particules nutritives vers la bouche située au fond du cône formé par ces branches. ( Cliquer sur les images )

     

    post-3-0-67016100-1661593598_thumb.jpg

     

    On voit sur l’image commentée à gauche, le système digestif qui forme un « U » se repliant au fond de la loge avec la partie descendante depuis la bouche qui comprends le pharynx, l’œsophage, et ce qui tient lieu d’estomac :un gésier capable de casser les diatomées et le cardia qui débouche sur l’intestin en partie remontante. Celui ci se termine par l’anus situé à l’extérieur du lophophore au niveau de la bouche ce qui les classe dans les ectoproctes. Il est d’ailleurs assez amusant de voir le mouvement de déglutition de l’œsophage lorsque qu’une particule est ingérée ! Un montage de trois images illustre ce processus

     

    post-3-0-08371200-1661593646.jpg

     

    Le lophophore peut se rétracter dans le corps de l’individu au travers de l’ouverture grâce à un muscle dont on distingue les fibres attachées au bas du zoïde dans ces individus rétractés. (flèches sur l’image ) . L’extension du lophophore se fait par contraction de muscles circulaires dans la paroi de la loge, qui par la pression induite, éjectent celui ci.

     

    post-3-0-57112700-1661593744_thumb.jpg

     

    Le second type de zoïde est le kénozoïde qui comporte moins de détails mais on y distingue une structure centrale le funiculus (latin : cordon) qui relie chaque kénozoïde .Ce dernier est sous pression et si on le perce la structure devient flasque.

     

    post-3-0-99577100-1661593804_thumb.jpg

     

    Sur cette image on voit qu’un réseau de cellules relie le funiculus aux bases de chaque zoïde . Vraisemblablement ce réseau sert au transport et au partage des nutriments.

    Au point (nœud) ou deux branches de kénozoïdes se séparent on observe une structure dite « rosette » reliant les funiculus de chacune des branches, son rôle est mal connu et elle est difficile à observer : en voici une tentative !

     

    post-3-0-69408000-1661593874.jpg

     

    suite


    Les kénozoïdes portent des bourgeons qui deviendront de futurs autozoïdes  (image qui m’évoque toujours les œufs extraterrestres dans Alien !) . Le mode de reproduction est peu documenté, en tous cas je n’ai rien observé à ce sujet. Mais voir référence ci dessous .

     

    post-3-0-27567500-1661594696.jpg

     

     

    En dehors du problème causé par le volume des colonies, il y a également la capacité de filtration des autozoïdes qui vient en concurrence des mollusques filtreurs pour la capture du plancton.

    Point positif , cependant, les colonies servent aussi d’abri pour les poissons juvéniles et  portent souvent d’autres espèces comme ces caprelles (à gauche) qui s’y agrippent ou ce petit nudibranche trouvé sur le spécimen, qui broute sur les stolons !

     

    post-3-0-47277400-1661594725_thumb.jpg

     

    Références :

    http://lanwebs.lande...zoobotryon.html

    https://doris.ffessm.fr/ref/specie/520
    ANDRÉ Frédéric, HARMELIN Jean-Georges, PEAN Michel in : DORIS, 21/03/2021 : Amathia verticillata (delle Chiaje, 1822),

    https://platewatch.n...erticillata.pdf

    Classification :
    https://www.marinesp...tails&id=851581

    Reproduction :
    https://link.springe...435-019-00438-4


    Une étude intéressante quand au protocole utilisé  pour déterminer la capacité de nutrition :

    https://www.tandfonl...30.1968.9515230

    --- Commentaires sur ce sujet : ici https://forum.MikrOscOpia.com/topic/19403-zoobotryon-amathia-verticillata-commentaires/?p=80486

  7. Bonjour Dominique,

     

    Jolie étude ...J'avais une question sur les coupes cryogéniques : le microtome et couteau sont ils aussi maintenus au préalable au congélateur ?

     

    Amitiés

    JMC

     

    PS : il me semble que le premier lien ne pointe pas vers ton dernier article sur cactus

  8. Bonjour

     

    Un ver marin dont je ne sais pas le nom , ni s'il s'agit d'une larve de ver qui sera plus grand à l'age adulte !

    Deux images du même individu vivant ou l'on voit, entre les deux, une contraction du système digestif et sur l'image de droite, au bas de la tête une tache ovale plus sombre qui manifestait une activité ciliaire...

     

    post-3-0-75322200-1651652724_thumb.jpg

     

    Ps: je mets dans le titre les deux orthographes, pour faciliter les recherches

     

    Amitiés

    JMC

  9. Bonjour

    le gif animé est pratique pour un phénomène répétitif...Ce est pas la peine de faire de longues séquences puisque le mouvement ne change pas et la fonction loop permet d'avoir une animation permanente. Par contre la conversion MP4 / gif donne un gif 4 fois plus lourd et j'ai dû supprimer les 3/4 des frames!

    Amitiés

    JMC

  10. Bonjour

     

    Petit complément, peut être la même moule qui a grandit : en polarisation au x 6,3 ; on voit que la coquille est calcaire

    post-3-0-72050800-1651056248.jpg

     

    Un détail des branchies au X 40 :

     

    post-3-0-28372700-1651056292.jpg

     

    Et une image des cils en mouvement (avec un effet stroboscopique) dans un Gif animé obtenu par conversion d'un MP4 (!) (Je n'aime pas mettre des vidéos sur YT), téléphone portable tenu à la main !

    post-3-0-97656800-1651056394.gif

     

    Amitiés

    JMC

  11. Bonjour,

     

    Merci Dominique, pour le filet, il n'était pas nécessaire ici, échantillon recueilli par grattage d'un cordage immergé... Pour le filet on peut en faire un avec du voilage à rideau (la maille est de l'ordre de 200 µm) mais c'est suffisant pour ramener pas mal de choses y comprises inférieures à 200 µ.

     

    Amitiés

    JMC

  12. Bonjour

     

    En complément de l'étude de Dominique ici : https://forum.MikrOscOpia.com/topic/19268-moule-reproduction/

     

    voici quelques images complémentaires du développement : il s'agit de plusieurs individus

     

    Stade Veliger : au x 15

    post-3-0-89594100-1650447995_thumb.jpg

     

    Juvénile 1 on remarque les cils sur les filaments des branchies (C'est mieux en vision directe, on les voit bouger !)

     

    post-3-0-47091100-1650448118.jpg

     

    Autre stade un peu plus développé : un peu plus de branchies

     

    post-3-0-97606800-1650448031_thumb.jpg

     

    Même spécimen en fond noir, la flèche montre le pied

    post-3-0-39859800-1650448212_thumb.jpg

     

    Amitiés

    JMC

  13. Bonjour Dominique,

     

    Très belle étude et toujours des coupes époustouflantes (surtout sur des pièces archi molles !) !

     

    Un lien illustré sur le cycle de reproduction

    https://www.researchgate.net/figure/Cycle-biologique-des-moules-Les-photographies-des-differents-stades-larvaires-sont_fig3_346979050

     

    et une image perso (ancienne !) de ce qui doit être une forme juvénile où l'on voit le début des branchies

     

    post-3-0-51339900-1649329322.jpg

     

    Amitiés

    JMC

  14. Bonjour,

     

    Toujours dans d'anciennes vidéos (2002! soit 20 ans ) retrouvé ce rotifère qui à l'époque m'avait intrigué car il y en avait un petit dedans ... Je n'ai pas trop d'images de détail mais ce qui bougeait et s'étirait à l'intérieur n'était pas un organe du gros rotifère c'est sûr

     

    Je crois que les bdelloides sont capables de viviparité ? Image reconstituée à partir de 3 images au x 15 probablement

     

    post-3-0-12178300-1643631926_thumb.jpg

     

    détails :

    post-3-0-96554000-1643631960.jpg

     

    Amitiés

    JMC

     


    entre 2 images successives, il a bougé !

     

    post-3-0-93185700-1643632561.jpg

  15. Bonjour

    Merci de vos appréciations...je ai pas trop peaufiné le fond! Le problème quand on assemble des images élémentaires, c'est les différences de lumière de l'une à l'autre et la transition se voit particulièrement sur un fond clair !

    C'était avec ma première caméra analogique, 384x388 pixels...j 'aimais bien sa dynamique sur les valeurs de luminosité que je ne retrouve pas sur les caméras numériques 2mpx!

    Amitiés

    JMC

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