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Bonjour, Type de moteurs Pas à Pas ayant servi à un proto de microscope. En haut deux actionneurs de lamelles porte frottis en hématologie. Amicalement

Bonsoir Tryphon Jean - luc Tous Merci pour vos avis . Le sujet a été difficile à réaliser à cause des difficultés pour obtenir une bonne imprégnation de paraffine et obtenir des coupes correctes. Comme j' ai trouvé ,,après bien des tentatives, la bonne technique je vais en profiter pour faire l' étude des branchies - Ce sujet a déjà été traité pour plusieurs animaux - mais l' histologie comparative est toujours très interessante. A bientôt Amicalement Dominique

Bonjour Dominique, Bravo pour cette superbe présentation qui a dû de demander pas mal de temps ! cordialement, JL

Opération à crabe ouvert !

Crabe - cœur - anatomie histologie Comment s’organise la circulation dans un crabe - dans le cas qui nous intéresse une araignée de mer. - Pour mettre en évidence le cœur sans rien abîmer il est nécessaire de suivre le protocole suivant : – La carapace est enlevée doucement après avoir réalisé un volet dans la zone postéro-médiane grâce à une scie circulaire ( une Dremel ) bien connue des maquettistes. Sous la carapace il existe un épais tissu La couche supérieure, visible ici est le lieu de synthèse de la carapace La totalité de ce tissu forme un manteau de protection pour les organes sous-jacents . --Avec un bistouri une incision est réalisée sur les 3 côtés supérieurs. On récline alors le manteau doucement vers l’ arrière - La face inférieure de ce manteau correspond au toit de la vaste cavité péricardique . A -Le péricarde étant ouvert le cœur apparaît dans sa totalité chez les crabes mâles du moins en effet chez les femelles les ovaires sous la forme de deux long tubes de couleur rouge sont tellement développés qu’ils envahissent tout l’ espace supérieur rendant les résultats très aléatoires . B - Sur cette dissection certains vaisseaux sont visibles La dissection des différents organes se révèle particulièrement difficile et on ne peut qu’être admiratif du travail des anciens auteurs Le cœur apparaît comme une structure grossièrement rectangulaire et assez plate 3 cm sur 2,5cm et 5 mm d’ épaisseur. Pour se fixer les idées il est intéressant de prendre connaissance d’un schéma devenu classique : Coupe sans préparation du cœur . Le cœur est constitué d’une seule cavité (Ventricule unique) (Ce cœur ne fait que 4/5 mm d’ épaisseur. Il s’agit d’un sac contractile qui permet de mettre l’hémolymphe en mouvement - cet hémolymphe baigne tous les organes. Le remplissage se fait par des orifices latéraux : les ostioles Les artères partent du cœur vers la périphérie ,Elles sont ouvertes à leur extrémités et se vident dans cet espace appelé hémocœle qui contient l’ hemolymphe. Organisation de la paroi : Technique de préparation -Les tissus du crabe sont imbibés de sel ; leur déshydration est difficile La solution est de faire des bains dans un alcool éthylique très progressif 10-20-30 40 50 70 100 et 2 passages dans le Butanol à 100. ( 12 h par bain ) puis 2 jours dans du butanol à 100 saturé en paraffine Enfin bain de 2 jours dans la paraffine à 56 °c .Montage et coupe à 7 µm .. Coloration :Hématoxyline / Eosine/ Aniline ( bleu) Coupe de 7 µm d’épaisseur : A – Pericarde B – Myocarde - La grande distance entre les masses de cellules musculaires s’ explique par l’ absence de système capillaire - il faut que l’ endolymphe puisse s’ infiltrer partout ; Il faut donc que l’ hémocœle qui contient l’ hemolymphe s’infiltre dans tous les recoins de l’ organisme L'hémocœle assure ainsi la circulation sanguine dans un système circulatoire ouvert Les décapodes (comme les crabes, les homards ou les crevettes) possèdent un cœur dont la fréquence des battements varie selon l’espèce, la température de l’eau et leur niveau d’activité. En général, leur cœur bat entre 20 bpm et 60 bpm ( il a été signalé des décapodes ayant 200 battements par minute (bpm) : C – Endocarde D - Espace libre ventricule du cœur Pericarde : A Péricarde B Tissus musculaires Le Myocarde Les fibres musculaires – Elles sont disposées en faisceaux. Les fibres musculaires assurant la contraction et donc la mise en mouvement de l’ hemolymphe sont de type fibre musculaire lisse . A Fibres musculaires . B Tissu adipeux ou de réserves : Le cœur des décapodes peut contenir des cellules de stockage (lipides, glycogène), qui forment des amas clairs ou légèrement granuleux. Les fibres musculaires assurant la contraction et donc la mise en mouvement de l’ hémolymphe sont de type fibre musculaire lisse( A ) . Ces fibres sont sous le contrôle du système nerveux autonome et du système endocrinien Elles fonctionnent de manière indépendante ( rôle dans la vie végétative.). (Le tissu musculaire lisse est pour cette raison retrouvé dans la couche musculeuse de la paroi d'organes creux des systèmes digestif, respiratoire, circulatoire, urinaire et génital chez les mammifères). Le système vasculaire : Il s’agit d’un système ouvert :c’est-à-dire que l’ hemolymphe se répand dans la vaste cavité de l’hemocoele Il est récupéré à distance par des sinus veineux puis envoyé vers les branchies pour oxygénation et enfin vers le coeur pour subir une nouvelle propulsion . Image d’une coupe d’une artère courant dans la paroi du cœur – ( A noter un caillot d’ hemocytes dans la lumière de cette artère). L’ Hemolymphe L’ hemolymphe est le nom du liquide qui est contenu dans la cavité de l hémocœle Il n’y a pas de globules rouges fixant l’ hemoglobline mais l’ hemoplymphe contient une hemocyanine qui a le même rôle. L'hémocyanine oxydée, appelée oxyhémocyanine, donne une coloration bleue violette au « sang Elle est incolore dans sa forme réduite Elle contient deux cations cuivreux Cu+ qui se liennent à une molécule O2 de manière réversible en devenant cuivriques Cu2 Les Hemocytes : Sur cette photo il s’ agit d’un caillot créé par les techniques de préparation - il faut se souvenir que les hemocytes sont transparents Ils ont un rôle immunitaire. Concernant ces cellules immunitaires (l’équivalent des globules blancs) : Elles sont essentielles pour la réponse immunitaire innée des crustacés. Elles interviennent dans la phagocytose, l’encapsulation des pathogènes, la coagulation de l’hémolymphe et la production de molécules antimicrobiennes. Types principaux d’hémocytes chez les décapodes : Granulocytes (ou cellules granulaires) : impliqués dans la phagocytose et la mélanisation. Hyalinocytes (ou cellules hyalines) : moins granulaires, impliqués dans la coagulation et la cicatrisation. Donc bien qu’il n’y ait pas de globules blancs au sens strict (comme les leucocytes des vertébrés), les hémocytes remplissent des fonctions immunitaires comparables. Résumé du système circulatoire des Décapodes : A-- La cavité péricardique reçoit l’ hemolymphe saturé en Oxygéne en provenance des artères branchiques B --Le cœur est percé de plusieurs ostioles 2 à 3 fois 2 sur chaque côté ce qui permet le remplissage. C –L’hemolymphe va être propulsé suite à la contraction du cœur vers la périphérie grâce à un système artériel Ces artères sont ouvertes donc leur contenu se déverse directement dans l’ hémocœle D –Hemocoel L’ hemolymhe riche de CO2 est repris par un systéme veineux ouvert Ce qui assure un drainage de retour E – L’ hemolymphe drainé est orienté vers les branchies par un systéme circulation les sinus veineux F – Oxygénation par les branchies qui baignent dans l’ eau de mer - la carapace en effet n’ est pas hermétique mais laisse passer l’ eau environnante G - l’hemolymphe oxygéné retourne dans la cavité pericardique par les artères branchiales Références : https://www.plantyn.com/files/PLBI2.pdf https://cosmovisions.com/crustacesAnatomie.htm https://www.planeteanimal.com/anatomie-du-crabe-5309.html Aquaportail : Hémocyte Ghiretti-Magaldi et al. (1977) et Chassard-Bouchaud & Hubert (1975) Pour poursuivre la lecture : Sur MikrOscOpia il y a plusieurs articles sur le cœur - Celui de l’ huitre du calamar et du pigeon Dominique

Bonjour Dominique Bonne question ! Les copépodes sont ubiquistes; on les trouve dans tous les milieux aquatiques voire des flaques d'eau, eaux saumâtres etc . Il n'y a pas de différences morphologiques entre espèce marine et eau douce. Dans mes observations j'ai trouvé des cyclopoïdes (le plus commun étant le cyclops) dans l'eau douce et aussi en eau de mer, mais pas de calanoïdes ni harpaticoïdes dans l'eau douce (encore que je n'ai pas beaucoup de choix pour les sites en eau douce !) . Je pense que la densité des espèces est beaucoup plus grande en eau de mer ce qui facilite la capture en nombre. Ce qui m'a étonné c'est de rencontrer Tigriopus qui n'est pas référencé en Méditerranée . Merci pour ton appréciation sur la dernière image "live" (: on voit le flou des maxillipédes qui s'agitent) , mais il faut être rapide pour la prise de vue. ! Amitiés JMC

Bonsoir Jean -Marie Existe t il des différences qui permettent de dire ce copépode est d'origine eau douce celui-là vient de la mer ? Ta dernière photo est particulièrement réussie . Amicalement Dominique

Suite ... Quatrième espèce : cette fois ordre des Harpaticoïdes : euterpina acufrontis : deux antennules courtes géniculées* sur le mâle à droite , rostre* bien visible sur la femelle mage de gauche détail d’une antennule mâle pliée et étendue et image à droite : P5 de la femelle très semblable à celle du mâle. Sur ce spécimen mâle on distingue un spermatophore* qui n’a pas encore été transféré sur la femelle détail au x 40 Cinquième espèce : harpaticoïde qui m’ a été difficile à identifier : Tigriopus. (Tig pods) Il en existe une quinzaine d’espèces. Leur couleur jaune est due à un pigment orange (astaxanthine) qui est synthétisé pour les protéger des rayons UVA et UVB du soleil, car les zones à faible profondeur (flaques) où ils vivent sont soumises aux rayons solaires. Les antennules, qui possèdent des détecteurs chimiques, permettent au mâle de reconnaître les propriétés chimiques d’une femelle en période de reproduction. On remarque les antennules du mâle de forme très caractéristique qui aident à l’accouplement et aussi la présence de maxillipèdes* chez les deux sexes. On voit bien le sac ovigène chez la femelle . Détail des antennules du mâle image de gauche (on y distingue des poils sensitifs ) et à droite un des deux maxillipèdes objectif x 40 Il semble que cette espèce soit plus rare en Méditerranée : je ne l’ai pas trouvée dans « Faune de France biblio Ref 3 ni sur Ref 4 (base de donnée française importante )» mais seulement chez « G.O. Sars – Ref2 ». L ‘espèce est sensée se trouver sur la cote Ouest de l’Europe mais ces spécimens ont bien été recueillis en Méditerranée ! Lexique : Antennule : Le plus antérieur des appendices pairs des crustacés, formé d'une base contenant un statocyste et de deux fouets, aux fonctions tactiles. L'une des fonctions de l'antennule est la détection de la nourriture, des mouvements de l'eau, des prédateurs Géniculée : avec une articulation rappelant celle du genou Spermatophore : une capsule contenant des spermatozoïdes créée par les mâles de diverses espèces , et transférée dans ou a proximité de l'ovipore de la femelle pendant l’accouplement Ovipore : organe sexuel femelle en forme de pore qui est inséminé par le spermatophore déposé par le mâle Maxillipède : Le maxillipède (littéralement « pied-mâchoire ») est un appendice du péréion (ou thorax) modifié chez certains crustacés et impliqué dans la nutrition. Le maxillipède est une sorte de « patte » thoracique qui a été transformée et qui sert à la mastication . Rostre : Prolongement pointu, vers l'avant du corps chez les insectes et crustacés Pour terminer et montrer la beauté d’un copépode vivant voici une image en fond noir pour s’exercer à la détermination : quel ordre, mâle ou femelle, espèce ?? Les indices sont ci dessus ! JMC

Les copépodes, sont de petits crustacés, qui constituent une grande partie du zooplancton ; ils représentent 12000 espèces où l’on distingue 10 ordres . Dans les prélèvements au filet à plancton (ici maille de 200 µm), le nombre de copépodes recueillis est très important en particulier les mois d’été. En prenant quelques précautions : conservation au frais de l’échantillon et observation rapide (entre 2 et 3 heures après prélèvement), de nombreux spécimens peuvent être observés vivants. Cependant en raison de leur nombre élevé, la concentration en oxygène baisse rapidement dans le flacon et vient ralentir leurs mouvements : il tombent au fond en constituant une « soupe » de copépodes et le prélèvement d’une seule goutte de ce dépôt ramène plus d’une dizaine de spécimens sur la lame. Dans l’image ci dessous , il faut donc diluer ! Ce grand nombre de spécimens va permettre de les figer en diverses positions et sur la quantité présente on peut trouver le mâle et la femelle . Pour les conserver : fixation au picroformol de Bouin directement sur lame, coloration par le vert de bromocrésol (pas vraiment un colorant mais un indicateur de pH) et montage à la gélatine glycérinée. J’ai ainsi réalisé plusieurs lames sur plusieurs années successives . Ceci fait je remets les reste du flacon à l’eau pour nourrir les alevins de poissons ... J’ai un peu négligé de m’intéresser plus tôt aux copépodes car je recherchais des sujets plus rares. En reprenant 6 ou 7 lames, dont certaines datent de 20 ans, j’ai pu identifier plusieurs espèces homogènes en quantité dans les échantillons. Voici quelques définitions de la morphologie des copépodes qui vont être utiles pour la suite : de plus , dans le texte, les mots repérés par « * » renvoient au lexique en fin d’article L’une des lames observées montrait un spécimen de l’ordre des calanoïdes, reconnaissables à leurs longues antennules* ; dont une des pattes de la dernière paire (P5) était largement modifiée en forme de pince : Ce dimorphisme sexuel est adapté à leur reproduction. La flèche rouge montre P5 modifiée et la flèche bleue une autre caractéristique du spécimen mâle : la présence d’une antennule géniculée* utilisée dans l’accouplement. La femelle ne possède pas d’antennule modifiée, les 2 sont identiques . P5 en forme de pince différente de celle du mâle :voici la femelle et la pince en détail : (S : spermatophore * ) Il est recommandé de lire ces liens pour voir plus en détail les modalités d’accouplement. https://forum.MikrOscOpia.com/topic/20108-reproduction-du-cop%C3%A9pode-paracartia-grani/#comment-83424 https://forum.MikrOscOpia.com/topic/20116-copépode-calanus-arcatia-arcaturia-clausi/#comment-83460 Les deux autres spécimens ci dessous sont de l espèce acartia grani (Male à gauche et femelle à droite). La pince du male est similaire à celle de pacartia grani mais semble moins sophistiquée. (détail à l’ objectif x40) La femelle n’a pas de pince à la différence de celle de paracartia on voit sur l’image à droite le spermatophore * collé sur l ‘ urosome de la femelle (flèche rouge) avec détail ci dessous à l’objectif x 40 Troisième espèce : Centropages ordre des calanoïdes aussi . La pince du male (photo de droite) est plus fine. On remarque aussi l’antennule géniculée * sur la droite du mâle une épine asymétrique sur la femelle (flèche bleue) orienterait vers centropages hamatu ; noter l’ovipore * (flèche verte)

Bonjour Dominique, tous, J'ai déplacé les réponses à ce magnifique article, car elles traitaient d'un nouveau sujet. https://forum.mikroscopia.com/topic/20219-le-parasitisme-comportemental-exemple-le-ver-gordien/ Amicalement.

Galles sur feuille de chêne suite Dans le premier article qui a abordé la galle du chêne https://forum.MikrOscOpia.com/topic/20210-discomyc%C3%A8tes-sur-feuille-de-ch%C3%AAne/ Jmaffert a redressé un diagnostic erroné et Tryphon nous a fourni un lien très intéressant sur les galles https://www.zoom-nature.fr/la-galle-lenticulaire-du-chene/ Dans ce second article l’ intérêt est porté sur la structure des galles En effet sur la même feuille il a été possible de découvrir 4 galles différentes 3 déjà présentées. Photo N°1 galle suite à la piqure de la guêpe ? Photo N° 2 galle suite à la piqure de la guêpe Neuroterus quercusbaccarum Photo N°3 galle suite à la piqure de la guêpe? ( sur le Web il apparaît une grande confusion dans les dénominations des guêpes) Et une quatrième pas encore photographiée. : Il s’ agit d’une galle suite à la piqure de la guêpe :Neuroterus numismalise . En coupe : Des coupes sont réalisées Coupe après inclusion dans la paraffine section de 30 µm. Coloration avec Acridine /Acriflavine/Bleu Alcian . Bleu Alican seul Bleu coton lactophénol . D’abord deux coupes sans aucune préparation ni coloration : 1 1 Cellules épithéliales 2 2 Cellules colorées naturellement en rouge indice de la présence de caroténoïdes 3 Parenchyme 4 Réseau vasculaire 5 Cellules limitant la cavité de développement de la larve Coupe colorée au Bleu Alcian après la préparation classique alcool/acide acétique / formol . Coupe colorée après préparation Acriflavine/Acridine/Bleu Alcian A-cellules épithéliales B-cellules lignifiées C-cellules à paroi cellulosiques Réalisation de coupe de la Galle N°1: A – zone d’attache à la feuille, lieu où passent les vaisseaux reliant le système circulatoire de la feuille au système circulatoire de la galle. B --loge où la larve peut se développer. C –parenchyme fait surtout de cellules à paroi cellulosique riche en plastes D –parenchyme périphérique riche en cellules en lignifiée assurant la solidité de la structure. Les coupes suivantes ont été colorées avec Le bleu Coton lactophénol : En moyenne les cellules mesurent autour de 56 µm Les plastes mesurent autour de 5 µm Si on utilise la lumière polarisée on retrouve la croix caractéristique créée par la présence de l’amidon Les plastes sont donc des amyloplastes. Coloration avec du Lugol ( iode ): Une grande quantité de cellules prennent le colorant confirmant la présence de l’amidon. Dernière image sur la périphérie de la galle N°4: Les cellules épithéliales sont couvertes (A) par une épaisse couche de cire isolante ( cuticule ). ****************************************************************************************************************** Commentaire sur la formation des galles (Cécidogenése ): La formation d’une galle après une piqûre de guêpe (ou plus souvent d’un insecte comme un cynips, un puceron ou un acarien) est un phénomène qui relève d’une interaction complexe entre la plante et l’insecte.La larve qui se développe dans la galle semble aussi synthétiser des molécules actives sur la croissance de la Galle. Voici comment cela s’explique : 1. Une croissance cellulaire contrôlée, pas anarchique La galle n’est pas une simple prolifération désordonnée de cellules. Elle résulte d’une reprogrammation ciblée du développement de la plante par l’insecte. Les substances injectées (salive, toxines, hormones) agissent comme des signaux qui modifient l’expression de gènes spécifiques de la plante, notamment ceux impliqués dans : La morphogenèse (forme de la galle) La différenciation cellulaire (types de cellules formées) La division cellulaire (où et comment les cellules se multiplient) Cette interaction est si précise que chaque espèce d’insecte produit une galle avec une architecture caractéristique (taille, forme, texture, couleur), presque comme une "signature". Ces différences reflètent des mécanismes moléculaires distincts, où l’insecte "reprogramme" la plante de manière spécifique. 4. Preuves scientifiques récentes Des études en génomique et en biologie moléculaire ont montré que : Les insectes gallicoles injectent des ARN ou des protéines capables de modifier l’expression des gènes de la plante hôte. Certaines galles expriment des gènes normalement actifs uniquement dans des organes spécifiques de la plante (comme les racines ou les fleurs), ce qui suggère une redirection du programme de développement. 1. L’injection de signaux par l’insecte Lors de la piqûre ou de la ponte, l’insecte injecte un cocktail de molécules dans le tissu végétal. Ces molécules incluent : a. Effecteurs protéiques Fonction : Ces protéines, souvent sécrétées par les glandes salivaires de l’insecte, ciblent des voies de signalisation spécifiques de la plante. Protéines similaires à des hormones végétales (comme les auxines ou les cytokinines) qui mimétisent ou perturbent les signaux de croissance de la plante. Enzymes modifiant les parois cellulaires (pectinases, cellulases) pour faciliter la pénétration et la diffusion des signaux. Protéines inhibitrices de défenses (comme des inhibiteurs de protéases ou de l’éthylène) pour supprimer les réactions immunitaires de la plante. b. MicroARN (miARN) et ARN interférents Fonction : Certains insectes injectent des miARN capables de réguler négativement l’expression de gènes de la plante, en ciblant des ARN messagers spécifiques. Exemple : Des études sur les pucerons ont montré que leurs miARN peuvent réprimer des gènes impliqués dans la défense ou la morphogenèse foliaire c. Phytohormones et leurs analogues provenant de la plante hôte mais détournées dans leur fonction Auxines : Stimulent la division cellulaire et l’élongation, souvent responsables de la croissance initiale de la galle. Cytokinines : Favorisent la différenciation cellulaire et la formation de tissus spécialisés (comme les poils ou les vaisseaux conducteurs dans la galle). Gibbérellines : Peuvent être impliquées dans l’allongement des cellules. Acide abscissique (ABA) : Parfois détourné pour modifier la réponse au stress ou la fermeture des stomates. 2. Réponse de la plante : reprogrammation du développement Les signaux injectés par l’insecte déclenchent une cascade de réactions dans la plante, aboutissant à la formation de la galle. Voici les étapes clés : .a Activation de voies de signalisation Voie des MAP kinases : Impliquée dans la transduction du signal de stress et la division cellulaire. Voie de l’éthylène : Souvent réprimée pour éviter la sénescence ou la nécrose des tissus. Voie du calcium : Les flux de Ca²⁺ intracellulaires peuvent activer des facteurs de transcription liés à la croissance. b. Modification de l’expression génique Gènes de développement : Des gènes normalement actifs dans les méristèmes (zones de croissance) ou les organes floraux sont réactivés dans les cellules de la galle. Par exemple : Gènes KNOX (impliqués dans le maintien des cellules souches végétales). Gènes WUSCHEL (régulateurs de la différenciation). Gènes métaboliques : Augmentation de l’expression de gènes codant pour des enzymes de biosynthèse de nutriments (sucres, acides aminés), qui nourriront l’insecte. c. Remodelage du cytosquelette et de la paroi cellulaire Protéines du cytosquelette (actine, tubuline) : Leur organisation est modifiée pour permettre une division cellulaire asymétrique ou une expansion directionnelle. Enzymes de modification de la paroi (expansines, xyloglucane transférases) : Permettent l’expansion et la différenciation des cellules. 3. Spécificité de la galle : un dialogue évolutif La forme et la structure de la galle dépendent d’une co-évolution entre l’insecte et la plante : L’insecte a développé des effecteurs capables de cibler des gènes clés de la plante hôte. La plante peut, en retour, évoluer pour résister à ces manipulations (par exemple, en modifiant ses récepteurs hormonaux ou en activant des défenses ciblées). 4. Outils pour étudier ces mécanismes Les chercheurs utilisent : Le séquençage ARN (RNA-seq) : Pour comparer l’expression des gènes dans les tissus sains et galligènes. La CRISPR-Cas9 : Pour inactiver des gènes candidats et observer l’effet sur la formation de la galle. La microscopie confocale : Pour visualiser les modifications du cytosquelette ou la localisation des hormones En résumé La galle est bien le résultat d’une manipulation génétique fine par l’insecte, qui exploite les voies de développement de la plante pour créer une structure adaptée à ses besoins. Besoin de protection Besoin de nutriment ‘les galles deviennent des greniers d’ amidon Ce n’est pas une croissance anarchique, mais une réorganisation contrôlée du tissu végétal, presque comme un "organe" supplémentaire imposé par l’insecte. Références: Guides des Galles de France et d'Europe Le texte est issu d'une discussion avec Chat Mistral IA. Dominique

Tilleul fungus automne A l’automne les feuilles se couvrent de taches de couleurs variées , souvent brunes à noires .Une partie de ces taches correspond à la mort programmée des cellules constituant la feuille conséquence de l’abscission , une partie provient de l’ installation de moisissures ou comme on l’a vu de galle Le tilleul perd ses feuilles ce qui nous permet de les découvrir aisément Feuille de tilleul : Une coupe de la feuille est réalisée : Vue de dessus , ce qui sur la photo macro correspond au chevelu bien visible : Et en contraste de phase : Deux types d’ hyphes peuvent être isolés: Des hyphes fertiles surmontées par une ou plusieurs spores De hyphes non conidiogénes.;Ces hyphes semblent se rassembler en bouquets de 3 à 8 hyphes et sont responsables de l’ aspect feutré de la colonie vue en épiscopie. A partir de ces images il est possible de réaliser le schéma suivant : A Conidiophore B Spores C Hyphes réunies en faisceaux D Poils stériles Comme d’ habitude je ne suis pas capable de donner un nom à cette moisissure mais j’ en retire cependant le grand plaisir de découvrir une forme inattendue. Dominique.

Merci beaucoup de ton aide Jmaffert Mais c'est un sujet que je ne possède pas bien mais j' aurai dû me méfier en regardant la coupe de cette gale ( la zone creuse centrale ne pouvait pas être compatible avec un fungus), je n ai pas utiliser la recherche du diagnostic différentiel en constatant certaines incohérences . Sur wikipedia on nous enseigne que "Neuroterus quercusbaccarum, parfois appelé cynips galle-groseille ou cynips galle-lentille[1], est une espèce de la famille des « guêpes à galles » ou « mouches à galles », les Cynipidae. Cet insecte est responsable de la formation de galles sur les chênes à feuilles caduques : des galles sphériques à l'allure de groseilles sur les inflorescences mâles ou des galles à l'allure de lentilles sous la face inférieure des feuilles." Merci Tryphon pour l' article que tu nous as indiqué - cet article est passionnant est révèle la complexité du monde vivant . Amicalement

Hello ! Je n'ai pas tardé (enfin, c'est plutôt ma fille) à trouver l'objet du litige, sous les feuilles de chênes. Un article très bien fait https://www.zoom-nature.fr/la-galle-lenticulaire-du-chene/ J'en ai plein d'autres , si quelqu'un en veut. Ce n'est peut être pas la même chose. Amicalement.

Bonjour, désolé Dominique, ce ne sont pas des ascomycètes, mais des galles, en l'occurence Neuroterus quercusbaccarum L. Bien cordialement

Bonjour Dominique, Pardon de ne pas être aussi présent que désiré ! Trop de travail !! Bravo pour ton article. J'avais remarqué chez moi ces petites capsules qui à l'automne se détachaient facilement des feuilles tombées à terre. Je n'avais jamais eu la curiosité de chercher à savoir à quoi cela correspondait. Je me figurais que c'était un petit abri provoqué pour la protection d'une petite bestiole! (genre puceron) Manifestement non. Dès que j'en verrais, j'en ramasserais quelques uns. Amicalement.

Discomycètes sur feuille de chêne ? Note de correction — Les structures initialement décrites comme Discomycètes se sont révélées être des galles de cynips (probablement Neuroterus quercusbaccarum). L’hypothèse fongique a donc été abandonnée, mais les observations et coupes restent utiles à titre documentaire. Tous les ans en automne les feuilles du vieux chêne au bas de la route se couvrent de taches - Toutes n’ont par la même forme indice ni la même couleur indices d'attaques multiples réalisées par des variétés de guêpes différentes. 3 formes sont présentes: . Chaque petit rond fait autour de 4 mm de diamètre et il est très facile de les décoller du limbe de la feuille. Sur cette première photo les formations sont marron-clair et aplaties. Il existe une autre forme dont les rebords sont bien marqués. Et une troisième forme plus claire et plus bombée Regard sur la face inférieure: En A est la seule zone qui a un contact avec le limbe de la feuille. Une coupe est réalisée : A Fixation sur le limbe de la feuille – B Limbe de la feuille C Coupe du parenchyme - une cavité est bien délimitée dans la base de la galle mais cette cavité est vide . D Ornementations Reste à trouver le nom de cette formation ou le nom de ces formations puisqu' il en a été trouvé 3 . Dominique