Jean Marie Cavanihac

Bonjour Il me semble que les diodes laser rouges sont alimentés en 2,2 volts et environ 30 mA.. Elle sont chatouilleuses sur la régulation/limitation du courant (risque d'emballement thermique) . Démonte la platine et vois le cheminement du PCB ... peut être y a t il juste une résistance entre le laser et la pile ? A moins qu'il y ait du monde en CMS du coté cuivre ! D'ailleurs on ne voit pas d'où vient l'alimentation de cette platine... AMitiés JMC

Bonjour Un grand classique des "dominos" ce sont les vis qui se desserrent avec le temps = contact intermittent qui charbonne = surchauffe ! Je ne vois pas de rapport avec le fil de terre cependant ... AMitiés JMC

Bonjour Peut être que le circuit sert a allumer alternativement l'un et l'autre laser...Essaye de nettoyer avec un pinceau et de l'alcool , retourne le PCB pour voir s'il n'y a pas une puce dessous, tu en prends une photo pour voir les pistes et on essayera de faire de la rétro ingénierie; il n 'y a pas beaucoup de composants, c'est jouable... Amitiés JMC

Bonjour Dominique Je suis impressionné par tes coupes dans un matériau aussi dur. Et devant l'étendue des déformations je me demande s'il n'y aurait pas une bactérie injectée par les cochenilles ? Ce n'est pas trop dans l'intérêt du parasite de détruire sa source d'alimentation ! Amitiés JMC

Bonjour Pour la balance des blancs : si microscope avec lampe halogène régler l'appareil photo sur lumière artificielle. Le réglage du condenseur n'agit pas sur la balance. Par contre fermer le condenseur améliore la profondeur de champ. Pour régler l'intensité de la lumière utiliser le potentiomètre de la lampe. Par exemple avec l'objectif 100 pousser la lumière a fond et fermer le condenseur. Mais les images sont récupérables ! voir ici : Voici le résultat : en jouant sur l'ajustage des 3 canaux et l'étirement de l'histogramme : Amitiés JMC

Bonjour Dominique Je suppose que les images sont faites au Tomlov. La coupe colorée à l'acridine est magnifique ! Amitiés JMC

C'est le problème ! On n'a pas de référence pour déterminer la taille surtout dans les images sous marines . D’après la littérature, la plus longue chaine de zoïdes serait de l'ordre de 50 mètres...Je pensais aussi que la plupart des espèces étaient plus grandes mais sur des images scientifiques (avec échelle indiquée) on reste de l'ordre de 1 à 5 mm pour la taille des zoïdes, bien sûr la tige peut être bien plus longue...J' ai mis une échelle sur l'image de la cloche de muggiaea, les autres images sont à la même échelle. Les images partielles étaient faites à l'objectif X 6,3 Amitiés JMC

Bonjour Ce qui m'a frappé c'est leur taille. On voit des images prises par des plongeurs mais on les croit plus grands qu'ils ne sont. Cela m' a été un peu difficile de retrouver des images partielles prises il y a 23 ans avec la caméra vidéo analogique petit champ et de reconstituer les individus entiers. A l'époque je n'avais aucune idée de ce que c'était et j'ai surement loupé des détails sur lesquels j'aurais pu faire de plus forts grossissements ! Mais ce sont des animaux fascinants et bioluminescents en plus... Pour la petite histoire chaque année des quantités de vélelles (un autre siphonophore à flotteur aérien de quelques cm) s'échouent pas loin de chez moi, il faudra que je tente d'en récupérer ! Amitiés JMC

Les siphonophores sont un embranchement des cnidaires, et leur nom signifie en Grec « qui porte des tubes ». Tous les cnidaires ont une caractéristique commune : la présence de cellules urticantes : les nématocystes. Voici un exemple de cnidaire sous la forme d’une microméduse probablement Turritopsis nutricula . Elle n’est PAS un siphonophore Les tentacules portent les nematocystes sous la forme de cellules spécialisées contenant un filament enroulé en spirale et terminé par une sorte de harpon. L’éjection du harpon est commandée par le contact de la proie avec un cnidocil qui sert de déclencheur. Le harpon injecte une substance qui paralyse la proie. A gauche nematocysts vus de dessus et en détail (flèche) la position du cnidocil. A droite cnidocystes déchargés les flèches indiquent le long filament que l’on devine enroulé en spirale dans le détail encadré de droite L’étude et l’identification des siphonophores sont rendues difficiles par leur structure et les diverses phases de leur évolution. De plus leur corps gélatineux est fragile et il est difficile de les capturer complets. Une terminologie particulière a été développée pour décrire leurs composantes. Ce sont les plus complexes des cnidaires marins et leur grande diversité a engendré une systématique particulière basée sur des descriptions morphologiques Voici leur position dans l’ordre des cnidaires : Selon la configuration de leur colonie , les siphonophores peuvent être classés en trois groupes   : les cystonectes, les physonectes et les calycophores. La colonie de cystonectes possède pneumatophore et siphosome (la chaine de zoïdes). Celle de physonectes a : pneumatophore, nectosome (les cloches nageuses) et siphosome. La colonie de calycophorans n'a pas de pneumatophore et possède nectosome et siphosome. Le pneumatophore rempli de gaz sert de flotteur pour la colonie. Situé au sommet de la colonie il l’aide à rester au bon niveau de flottaison et la maintien verticale. Le nectosome est la région composée du ou des nectophores qui propulsent la colonie.Le siphosome est la partie inférieure : longue tige qui porte les autres zoïdes spécialisés pour l'alimentation : gastrozoïdes, la reproduction : gonozoïdes et la défense : dactylozoïdes. Schéma montrant la configuration et les différentes parties d’ un calycophore : il faut imaginer la colonie verticale. Elle est constituée de plusieurs dizaines de zoïdes interdépendants répartis le long d‘une tige ou stolon, ce qui en fait de grands prédateurs Un spécimen de calycophoran : muggiaea : on voit vers le haut de la cloche à gauche non pas un pneumatophore mais une goutte d’huile. En bas à droite les premiers zoïdes Voici probablement une eudoxie = individu âgé qui se détache de la tige avec les trois types de zoïdes ; on y voit plusieurs structures intéressantes : gastrozoïde à gauche, somatocyst en forme de poire au milieu ; à droite détail à l’objectif X 15 de la partie sombre cerclée montrant une ébauche de tentacule avec des cnidocystes (flèche rouge) Une autre eudoxie gonophore ( de muggiaea ?) avec le manubrium contenant les embryons . Au dessous détail du manubrium avec sa pointe rose Images d’autres siphonophores ici (Physionectae ): https://www.researchgate.net/publication/384964925_Unexpected_diversity_and_novel_lineages_in_the_cosmopolitan_genus_Nanomia_Cnidaria_Siphonophorae_Physonectae Ces espèces ont des zoïdes et nectophores mesurant quelques mm. Une espèce bien plus grande est la Physalia (Portugese man of war) avec un flotteur aérien de plus de 10 cm et des tentacules pouvant atteindre 10 m. Son contact est dangereux même pour l’homme. Il est difficile de recueillir des spécimens complets de siphonophores au filet à plancton. La tige se rompt et les zoïdes sont perdus. Cela explique que les 177 espèces connues n’ont été que peu étudiées et parfois les eudoxies ont été considérées comme une espèce à part. Note : Mes images utilisées datent de plus de vingt ans sur des échantillons récoltés en mer à partir d’un bateau et je n’ai pas eu l’occasion d’en rencontrer d’autres depuis.

Bonjour Désolé pour toi, l'ongle devrait repousser, sa base n'est pas touchée , mais il lui faudra du temps... Amitiés JMC

Bonjour Je ne vais pas re-inventer l'eau tiède, d'autant que les techniques décrites l'ont été dans divers posts, par divers participants mais j'ai pensé qu'il serait bien de les regrouper sur un sujet au titre facile à retrouver et illustrer les résultats qu'on peut obtenir. Exemple comment améliorer cette image de la tête d'un Amphioxus pour mieux voir la bouche ? le problème est que le sujet bouge, on baisse l'éclairage (ici à incandescence) pour ne pas le troubler ....(image du haut) et arriver à l'image du bas qui est plus acceptable ? vous le saurez en lisant ici : Amitiés JMC

L’un de mes sujets favoris est l’observation du plancton – vivant- ce qui créé des contraintes particulières pour l’obtention de bonnes images : les sujets bougent et il faut les suivre en jouant sur la platine XY, faire la mise au point , ouvrir ou fermer le condenseur, prendre la photo… Je pense que le meilleur opérateur serait ...une pieuvre avec ses 8 bras ! Cela explique que certaines images ne sont pas de bonne qualité : par exemple trop sombres, ou avec dominante couleur car l’appareil photo n’a pas eu le temps de faire la balance des blancs etc ...mais on veut conserver ces images d’un spécimen rare . On va voir que l’on peut atténuer quelques défauts en utilisant des fonctions logicielles qui n’ajoutent pas de pixels à l’image d’origine. En effet certaines fonctions ré échantillonnent l’image en créant de nouveaux pixels. Un bon conseil est de toujours garder l’image originelle et de faire les traitements sur une copie. Nous allons commencer par une fonction très pratique et rapide : l’étirement de l’histogramme en un clic. L’histogramme est un outil statistique montrant la répartition d’une population. Mais d’abord un petit exemple pour illustrer ce qu’est un histogramme : prenons le cas de l’age de spectateurs lors d’une séance de cirque en famille : on regarde l’age de chaque spectateur et on lui affecte une colonne dans le graphe ci dessus . Si 8 spectateurs ont le même age par exemple 26 ans , la colonne aura une hauteur de 8 éléments. Sur le graphe on voit 3 pics : le premier à gauche correspond aux ages des enfants de 2 à 13 ans, celui du milieu à l’age des parents et celui de droite à l’age des grands parents accompagnant : en horizontal les classes d’age et en vertical le nombre de présents dans chaque classe Transposons cette représentation pour les niveaux d’éclairement d’une image : on a l’image d’une échelle de gris et à droite l’histogramme correspondant aux valeurs d’éclairement. Dans l’échelle deux plages (marquées) ont la même intensité de gris ce qui produit une barre deux fois plus haute dans l’histogramme au niveau correspondant : Voyons ce que cela donne en pratique sur une image qui ne comporte que 2 plages : une très sombre et l’autre un peu plus claire: (cas d’une photo qui manque de lumière). L’histogramme montre 2 barres situées plutôt aux niveaux sombres. En appliquant la fonction « histogramme stretch » le résultat à droite montre une image plus équilibrée en luminosité et on voit que l’histogramme occupe à présent toute la dynamique des niveaux du sombre au clair. On voit aussi que les « barres » sont plus épaisses et l’explication se voit dans l’image améliorée : le blanc n’est pas uniforme (le noir aussi mais cela se voit moins) à cause du bruit contenu dans l’image. Il s'agit du bruit électronique du capteur CCD ou Cmos, bruit qui a un niveau constant mais lorsque le signal utile (la lumière) diminue, le capteur compense en augmentant son amplification (Gain) et augmente aussi la contribution du bruit : le rapport signal/bruit (S/N ratio) se dégrade. Ce bruit est dû à la nature quantique des électrons qui se déplacent par paquets, et leur agitation augmente avec la température ce qui augmente aussi le bruit Les caméras à haute sensibilité utilisées en astronomie sont refroidies par effet Peltier Premier essai d’un étirement d’histogramme sur cette image de micro méduse qui manque de lumière : en un clic l’image est meilleure. Au dessous les histogrammes de luminance des deux images : sur celui de droite on voit qu’il occupe la totalité des niveaux du plus foncé au plus clair Pour les images en couleurs on aura 3 pics dans l’histogramme correspondant aux 3 couleurs utilisées par les filtres de la matrice du capteur . Les traitements qui suivent sont faits avec PaintShopPro 5 mais existent dans Photoshop et autres logiciels… Exemple avec une image colorée : voici un spécimen de copépode du genre pontellina vivant : c‘ est un sujet rare car pas d’images sur le Web ! L’éclairage a été diminué pour ne pas l’exciter et on voit une dominante rouge . On va faire coïncider les pics rouge et bleu avec le pic vert qui est le mieux centré sur l’histogramme En utilisant les curseurs du menu RGB adjust : en superposant les 3 pics, la couleur du fond se rapproche du blanc : plus les pics vont vers la droite de l’histogramme plus l’image sera claire . On améliore encore en appliquant l’étirement d’histogramme qui déplace les trois pics vers la droite Si le contraste est faible la fonction « gamma correct » améliore sensiblement le résultat Autre exemple avec une larve d’ echinocardium cordatum (oursin coeur) se métamorphosant en adulte La dominante verte vient du capteur qui n’a pas eu le temps de faire la balance des blancs On remarque que sur l’image de droite les taches dans le fond ont disparu ! Cela n’a rien à voir avec l’histogramme mais avec une fonction (cercle vert) de la visionneuse d’image de Windows 10 illustrée ci dessous : on déplace le pinceau (= le cercle centré sur le défaut) et le logiciel remplace la tache par la moyenne des pixels environnants Autre logiciel En utilisant l’application de windows 10 « Image Composite Editor » qui réalise des panoramas , on va traiter ces 2 images partielles d’un cladocère simocephalus : on obtient cette image « stitched » qui a été corrigée avec les fonctions décrites plus haut : RGB/histogram stretch/ gamma correct : le but était d’obtenir plus de détails en utilisant un plus fort objectif mais alors le sujet dépassait du champ et on est obligé de combiner 2 images Attention ce logiciel ajoute des pixels Autre exemple un peu plus complexe avec ce tanaïdae : 5 photos élémentaires au 2 X: Résultat avec ICE mais sans optimisation du fond : Voilà donc quelques techniques de « sauvetage » d’images mais bien sûr cela ne dispense pas de s’appliquer à faire les meilleures images lors de la prise de vue. Les traitements d’images ne peuvent PAS apporter de l’information là où elle est absente. N’ oubliez pas les limites des logiciels : Garbage in, garbage out !

Bonjour Dominique Jolie étude ! Sur les images de glande sécrétrices, en particulier sur le détail des glandes en forme d"étoile , quel est le grossissement utilisé ? J' ai l'impression qu'elles sont déjà visibles à l'oeil nu sur d'autres images ... Amitiés JMC

Bonjour Ils ressemblent beaucoup à des nématodes . Il me semble que j'avais obtenu des cristaux intéressants en laissant évaporer une goutte sur la lame , mais ça fait longtemps de ça...en je ne me souvient plus du protocole... Amitiés JMC

Bonjour Jean Luc Pour conserver les échantillons avec spécimens vivants, il faut utiliser un bocal large avec un tiers de volume d'eau, et retirer les choses inutiles et macroscopiques genre algues qui pourrissent vite ; disons que 2 à 3 jours c'est le max selon les espèces. Cela peut aussi aider de mettre le bocal au frais (frigo/ coté légumes). Pour conserver et fixer plus longtemps (mais pas vivants) ajouter un peu d'alcool ou fixatif formolé (genre fixateur de bouin ...). durée de conservation : 1/2 journée pour larvacées, 2 jours pour copépodes, 3 pour vers et larves plus longtemps pour dinoflagellées ou diatomées Amitiés JMC

Bonjour On trouve en effet des échelles (piscine ....) mais en architecture portuaire il y a un nom spécifique plus court ! Je voulais montrer que l'on peut recueillir du plancton sans beaucoup de moyens ...et que l'automne est souvent plus riche en spécimens que le printemps... J'ai hésité à faire une présentation différente : une introduction (moyen de recueil...) et poster une image par jour pour faire de l'animation mais cela serait moins cohérent pour la lecture. Amitiés JMC

Un protopéridinium (divergens ? ) au x 40 : la flèche indique le flagelle : on peut se demander comment ces spécimens sans chlorophylle peuvent se nourrir...Il semble qu’un prolongement protoplasmique sort par l ‘ échancrure à coté du flagelle et englobe l’organisme à capturer Protozoaires : Plusieurs espèces de tintinides : Favela : Hélicostomella et au dessous Tintinopsis radix Lorica de Tintinopsis campanula et codonella : on voit bien les cils (difficile à photographier car très mobile ) Acanthaire : on voit les épines siliceuses et l’ectoplasme (flèche rouge ) Peu de larves à cette saison mais voici celle d’une ophiure et d’une holothurie à droite Plus commun ce larvacé oikopleura mais chose plus rare ce juvénile qui met à peine une heure pour atteindre la forme adulte : Encore plus rare (c’est la deuxième fois en 20 ans ) ce cercaire de trématode cercaria pectinata (?) sans doute parasite d’un mollusque : Et enfin ce que je pense être un statoblaste de bryozoaire :

C’est un thème récurent pour moi et cette fois j’y ai ajouté le millésime ! En fait ce sont des échantillons observés entre fin Aout et fin Septembre donc plutôt fin d ‘ été. On aurait pu commencer cette présentation en paraphrasant Jean de la Fontaine « le plancton ayant erré tout l’été se trouva bien concentré quand l’automne fut venue » . Le mot erré correspond bien à l’étymologie de « plancton » : en grec = ce qui erre , c’est à dire qui n’a pas de moyen de locomotion propre, et suit les courants, ce qui inclut aussi les méduses. Mais tout d’abord quelques précisions sur la façon de le recueillir et cette fois on va remplacer le filet à plancton par deux accessoires tout à fait courants : Un filtre à café souple ( maille 200 µm environ) et un seau (celui ci contient 6 litres mais on peut en prendre un plus petit qui sera moins lourd quand il est plein) Le principe est de remplir le seau et de le vider lentement dans le filtre. On répète l’opération plusieurs fois puis on retourne le filtre à l’envers (partie intérieure devenue extérieure : image à droite ci dessus) dans le bocal de prélèvement , on verse un peu d’eau pour rincer le filtre et décoller les organismes et on recommence autant de fois qu’on veut. Il est utile de trouver un troisième accessoire (bien pratique mais pas transportable !) ce sont ces marches qui descendent au ras de l’eau et dont je ne retrouve plus le nom . On peut ainsi manier le seau à la main mais à défaut de marches, utiliser la corde que l’on voit dans le seau pour le lancer dans l’eau. Les échantillons ont été observés dans les heures qui suivent la récolte et remis à l’eau . On va présenter les espèces les plus originales, mais l’inventaire n’est pas exhaustif ….Il y a aussi : pleurosigma, licmophora, ardissiona, cylindrothéca, striatella, amphora...pour les diatomées les plus représentées, copépodes à divers stades de développement, véligers d’escargots...peu ou pas de larves à cette époque . Voir ici pour autres espèces :https://forum.MikrOscOpia.com/topic/19993-diatom%C3%A9es-de-m%C3%A9diterran%C3%A9e/#comment-82904 Voici donc ce qui a pu être observé : pour le phytoplancton : diatomée coscinodiscus : La surface n’est pas plane mais bombée et exceptionnellement j’ai utilisé Combine Z sur 4 images. Diamètre 210 µm : visible à l’oeil sur une lame bien éclairée. Rhizosolenia styliformis : Elles forment de longues chaînes de parfois 5 ou 6 individus Plus rare : avec deux niveaux de mise au point : Rhabdonema adriaticum que j’avais confondu avec fragilaria Une espèce rare aussi : Bleakeleya notata de la famille des Fragilariaceae Une autre peu commune biddulphia challengerii qui n ‘est pas plate mais a la forme d’un oreiller Les dinoflagellées sont plus nombreuses à cette époque : ceratium fusus En médaillon détail au X 40 Ceratium symétricum et ceratium furca à droite Une image plus détaillée où l’on voit le flagelle en mouvement qui tire le spécimen (déplacement vers la droite) Gymnodinium la flèche montre une boucle du flagelle transverse enroulé dans la gouttière Protoperidinium vue de coté et de dessus du même spécimen (au x 15)

Bonjour Je dirais carotte de béton , à cause de la forme circulaire pas naturelle ! Datée du temps des pyramides (ils ne mettaient pas de béton à l'époque ! ) Amitiés JMC

Bonjour C' est exactement le but ! Amitiés JMC

Dans la série "Aventures microscopiques" voici : Les habitants du bassin Souvent nos activités sans rapport avec la microscopie peuvent nous conduire à réaliser des observations aussi inattendues qu’intéressantes. Ce peut être à l’occasion d’un repos dans un parc, d’une après midi de ballade dans la région, une visite dans une jardinerie, ou... une invitation chez des amis qui possèdent un bassin à poissons. C’est ce dernier cas qui va servir à illustrer une exploration des habitants de ce bassin et montrer qu’il n’est pas toujours utile d’aller chercher loin ; j’ai fait ces images rapidement et elles ne sont pas optimisées, mais ce qui importe c’est de voir la variété d’organismes dont chacun pourrait mériter plusieurs heures d’observation . On voit sur cette photo une partie du bassin de 80 cm par 2 mètres et 60 cm de profondeur, garni de nénuphars et de quelques plantes aquatiques. (NB : la sphère en RAKU au premier plan est l’oeuvre de ma compagne, et le bassin appartient à des amis qui nous prêtent leur four à gaz pour ces cuissons raku à l’extérieur de leur maison ) Donc entre deux cuissons , un petit prélèvement de quelques milli litres en grattant les parois du bassin, le dessous des feuilles de nénuphar (en évitant les carpes koï !) est ramené à la maison et voici ce qu’on peut y observer : Un suctoria : avec ses tentacules déployées un rotifère : Un autre rotifére probablement ptygura, qui se construit une logette avec ses boulettes fécales : (on voit aussi une vorticelle contractée sur la droite ) Un autre rotifère plus rare : collothéca avec un œuf : on ne voit pas sur l’image les longs filaments qui lui permettent d’attraper sa nourriture comme avec un filet. Il y en avait plusieurs dans l’échantillon. Un autre protozoaire : stentor qui a produit (ou réutilise?) une logette... à moins que ce ne soit un rotifère ! Des desmidiées ; closterium et scenedesmus Un planaire vu en fond noir : remarquer les taches oculaires à droite une amibe à thèque : arcella à gauche et une amibe libre dans l’eau qui prend cette forme étoilée. Et enfin une vue rapide sur une coupe de tige de nénuphar : à gauche en lumière polarisée on voit bien les lacunes contenant de l’air qui permettent la flottaison ainsi que les sclérites rendues brillantes. Au milieu gros plan sur les sclérites. A droite coupe de la feuille : l ‘épiderme est à gauche de l’image et on voit aussi les lacunes sur la face inférieure qui permettent à la feuille de flotter Il y avait aussi dans l’échantillon quelques euglènes mais pas beaucoup de diatomées… Voici une observation rapide (quand on rentre de la séance RAKU à plus de 100 km de la maison on a quelques autres priorités ! ) ; il ne faut pas garder l’échantillon tel quel plus de 24 heures car beaucoup d’espèces peuvent disparaître ou être mangées par d’autres . On peut dès que possible séparer des spécimens intéressants avec une micropipette et essayer de les cultiver dans un environnement approprié : par exemple prendre suffisamment d’eau du lieu de prélèvement en plus de l’échantillon lui même. En effet dans le cas présent, à 100 km de distance, la composition des eaux locales peut être très différente d’une région à terrains calcaires par rapport à une autre à terrains granitiques.

Bonjour Sujet impressionnant et rare , ayant conduit à cette belle étude ! Je me souvient que si on n'éjecte pas le le scolex le cycle continu ! On sait bien qu'il faut cuire le porc à coeur mais apparemment on ne se méfie pas assez du boeuf ! De toute façon depuis le Creutzfeldt Jakob je n'en mange plus ! Amitiés JMC