Jean Marie Cavanihac

LES REACTIFS EN MICROSCOPIE J.M CAVANIHAC Dans le précédent article sur le montage des lames , j'évoquais la difficulté d'obtenir , du moins en province et en petites quantités, des produits utiles pour la préparation ou conservation des échantillons. Voici une liste des réactifs les plus utiles, les possibilités pour se les procurer (ou des équivalents : les solutions figurent en italiques) en dehors des rares maisons spécialisées, et leur mode d'emploi. Cependant j'ajouterais un préliminaire, à savoir que 90 voire 95% des observations les plus intéressantes se font ...SANS colorants ! Donc même si la tentation est grande, une fois que vous avez votre nouveau microscope, ne vous précipitez pas dans la recherche de colorants ! Produits fixateurs : Formol à 4 ou 10 % : un désinfectant pour aquariums contient ces pourcentages de formol et, malheureusement aussi un colorant bleu qui colore votre objet même si vous ne le voulez pas. Cependant ce produit est décoloré par une solution acide : vinaigre blanc par exemple, et votre objet redevient transparent. Fixateur de BOUIN : uniquement en maisons spécialisées :formol+acide picrique+acide acétique (ne convient pas pour conserver des objets calcifiés qui se ramollissent) Un autre est l'AFA qui n'utilise que 5% de formol, 5% d'acide acétique 40% d'alcool et 40% d'eau Pour la conservation des algues : 80 % alcool, 10% formol, 1% glycérine Encore un autre : alcool acétique = 1/3 acide acétique + 2/3 alcool 90 ° (peut être le plus facile à faire soi même avec du vinaigre blanc et de l'alcool : Mélange alcool 90° + Vinaigre blanc (vinaigre d'alcool): mélanger 70% alcool 30 % vinaigre : solution de dépannage (pour la petite histoire j'ai lu dans une revue américaine une solution de secours : Whisky/vinaigre dans ces proportions !: cher surtout si c'est du 15 ans d'age) Produits colorants : Eosine à 2% : pharmacies ou grandes surfaces : existe aussi en doses unitaires très pratiques Bleu de méthylène : pharmacies (anciennes surtout !) Teinture d'iode : pharmacies idem (colore en bleu l'amidon) Rouge neutre : coloration vitale non toxique pour les protozoaires : maisons spécialisées Vert d'iode : coloration des tissus ligneux (coupe de plantes) : maisons spécialisées Eclaircissant pour colorants : si vous avez trop coloré l'objet trempez le dans quelques gouttes d'alcool chlorhydrique (1 goutte d'acide Chlor. dans 50 gouttes d'alcool à 70°) Produits transparisants : Liquide glycériné : Pour observations immédiates : faites le vous même : 1/3 alcool 70 °, 1/3 eau , 1/3 glycérine (pharmacies ) Hypochlorite : solution de chlore stabilisée : dissous la cellulose et les tissus organiques (coupes de plantes ) utiliser la solution de DAKIN (désinfectant en pharmacie) . éviter l'eau de javel qui contient de la soude et est très corrosive. Solution de soude à 20% : déboucheur liquide pour éviers...CORROSIF permet de dissoudre l'intérieur des insectes pour les rendre plus transparents, les éponges pour récupérer les spicules , les diatomées pour ne garder que les frustules....neutraliser ensuite en rinçant bien avec de l'eau vinaigrée. Utiliser des gants ! Milieux de montage : Aqueux: gélatine glycérinée : faites la vous même (voir article précédent) Baume du Canada : maisons spécialisées : exige une parfaite déshydratation des objets Coumarone (résine de Coumarin) : idem . Possède un indice de réfraction élevé très utile avec les diatomées Résines de synthèse genre Eukitt : idem ci dessus (produits professionnels) Autres produits utiles : Vernis pour sceller les lamelles, vernis à ongles ou peinture à maquettes (un peu épaisse) Alcool isopropylique 90° : nettoyage des instruments, lentilles, platine microscope Solution d'alcool à 5% (1 goutte alcool 70° dans 15 gouttes d'eau distillée) : ralentisseur des mouvements des animaux aquatiques Eau gazeuse : le gaz carbonique contenu endort les animaux aquatiques Chlorure de magnésium : en pharmacie : une dilution à 30 g/litre ralentit les animaux MARINS Pour tous ces produits: il est commode de récupérer des flacons compte gouttes (genre collyre pour les yeux...) ce qui ne tiendra pas beaucoup de place sur votre table de travail:

Collecte des échantillons Jean-Marie Cavanihac, La majeure partie de l'activité microscopique se fait à domicile, dans votre petit labo aménagé sur un coin de bureau, le dessous de l'escalier ou le fond du garage. (Dure parfois, la science à la maison !). Mais une partie du succès dépend aussi des moyens que l'on utilise pour faire des prélèvements à l'extérieur, prélever, concentrer et acheminer les échantillons. Les beaux jours approchent et il est temps de préparer les 'campagnes' de prélèvement . Note : je rappelle que des précautions doivent être prises pour le prélèvement, stockage et transport d'échantillons dans des zones que nous devons considérer comme potentiellement contaminées. S'y a des micro - organismes c'est qu'il y a des bactéries à manger !!!. Les quelques idées et astuces ci dessous fonctionnent bien et surtout elles ont un rapport coût/efficacité inégalé. Voici une petite revue des accessoires utiles schématisés sur une diapo 'powerpoint' . Pour prélever des échantillons solides un canif et une loupe sont utiles pour ne prendre que ce qui est strictement nécessaire et intéressant : pas la plante entière si seule une fleur vous intéresse : d'abord vous aurez moins de volume à porter et en plus vous serez respectueux de la nature. Pour les insectes : regardez la grille du radiateur de votre voiture après un trajet, l'été à la campagne, cela vous évitera de tuer les gracieux papillons. De petits sachets plastiques à fermeture par pression et numérotés sont très pratiques et tiennent très peu de place. Un carnet ou vous reportez leurs n° et endroits de prélèvement est indispensable surtout si vous voulez retourner sur les lieux d'une découverte intéressante. Dater également les prélèvements (au moins la saison) . Mais c'est sur les échantillons liquides que l'on peut faire le plus de travail sur site, pour éviter de transporter des litres (Kilos) . Petite anecdote , quand j'avais 12 ans, j'avais cru naïvement, qu'en remplissant une bouteille d'un litre d'eau de mer sur la plage j'allais découvrir des choses intéressantes. Certes j'y découvris mon premier copépode mais il était la SEULE créature de la bouteille. Depuis j'ai perfectionné ma technique et je récupère une centaine de copépodes dans un échantillon de 100 ml . Tout le mode pense au filet à plancton dont nous voyons parfois des images à la TV avec des armatures de plus d'un mètre et des récipients de l'ordre du litre, tractés sur des kilomètres par de puissants navires océanographiques . Vous pouvez en faire presque autant avec un filtre à café, un seau, et bien sûr l'accès à un port, rivière, étang ou mare. Pour les ports il est intéressant de prélever à marée haute qui apporte des espèces du large (j'ai bonne mine de parler de marée, moi, avec ma Méditerranée ! ) ou lorsque le vent vient du large, le 'marin' comme on dit. Vous pouvez monter (avec l'autorisation du propriétaire) sur une barque au raz de l'eau ou sur un ponton qui s'éloigne un peu de la berge . N'oubliez pas de regarder les vieilles amarres qui traînent en permanence dans l'eau : toute une faune et flore s'y développe . En paraphrasant le Chevalier de Lagardère 'si tu ne vas pas au copépode le copépode ira à toi' , voici une technique simple: prenez un de ces filtres à café (voir photo) en plastique rigide ou mieux, souple, que l'on trouve très facilement pour 3 € au supermarché (la maille se situe entre 50 et 200 µ) , un seau en plastique léger de 4 à 5 litres, genre seau de plage des enfants (j'en ai un avec la photo de Mickey Mouse mais ça marche aussi avec celle de Donald Duck…). Vous remplissez le seau de la main droite avec l'eau contenant vos présumés sujets et vous le versez lentement (sans faire déborder) dans le filtre tenu de la main gauche. Renouvelez l'opération 4 à 5 fois (d'avantage si l'eau est très transparente = peu de choses en suspension). A la dernière fois, avant que le filtre ne se vide complètement, versez l'eau résiduelle du filtre dans votre bocal échantillon (J'utilise un bocal de yaourt en verre grande taille avec un couvercle plastique réutilisable) . Retournez ensuite votre filtre à l'ENVERS au dessus du seau vide et faites couler sur l'envers l'équivalent d'un demi verre d'eau pour rincer l'intérieur du filtre. S'il est souple c'est plus facile de le retourner comme une chaussette. Vider ensuite le contenu du seau dans votre bocal échantillon (si trop d'eau utiliser un 2° bocal) . Regardez à contre jour : vous devriez déjà voir des choses qui nagent ou s'agitent. Bouchez les bocaux en laissant 1/3 du volume d'air au dessus du liquide et stocker au frais et à l'ombre : une petite glacière portable (avec un pack réfrigérant) est utile l'été MAIS elle doit être réservée à cet usage et pas question de la partager avec votre sandwich (risques de contamination). Le pack ne doit pas toucher les bocaux. Prenez un litre de la même eau non filtrée afin de diluer vos échantillons au labo. Imaginez qu'il y ait 2 créatures par litre sur votre lieu de prélèvement : pas évidentes à attraper ! vous avez filtré l'équivalent de 20 litres ( = 40 créatures) que vous avez concentrées dans 200 ml d'eau , ce qui équivaut à une densité de 200 créatures par litre : c'est nettement plus intéressant n'est ce pas ! CI dessus deux types de filtre et photo d'une maille. Restons sur le terrain : la nature à horreur du vide et la vie microscopique a besoin de supports pour prospérer: S'il y a des algues flottantes récupérez les (avec des gants) N'arrachez pas les algues fixées ! Posez les sur le filtre et versez dessus de l'eau pour bien les rincer : même procédure que plus haut pour rincer le filtre etc. Si les algues sont fixées 'peignez' les doucement sous l'eau avec par exemple le filtre lesté, en vidant le résidu à chaque fois dans le bocal. S'il y a des dépôts verdâtres sur les pierres, grattez les (par exemple avec le bord du couvercle du bocal et versez dans celui ci, idem avec le DESSOUS des feuilles de plantes immergées (nénuphars, ou l'envahissante jacinthe d'eau ). Cette méthode du 'grattage' peut être utilisée -discrètement- dans certaines mares artificielles, jardins publics voire bassins à poissons rouges décoratifs dans des jardineries (si, si ,j'ai osé le faire !). Parfois il est utile d'avoir une rallonge : une boite de film 35 mm fixée par un anneau de fil de fer au bout d'un tuteur pour plantes en bois ou plastique de 80 cm à 1 m est bien utile pour atteindre des algues ou la vase du fond sans tomber à l'eau ! Paradoxalement on arrive à prélever des espèces dont la taille devrait passer aux travers des mailles. L'explication est (voir photo ci dessus ) , que la matrice constituée par les fils a une surface importante par rapport aux mailles et capte aussi les plus petites espèces d'ou l'intérêt de bien rincer le filtre à l'envers pour les décrocher. Vous voici de retour chez vous : si votre prélèvement est très concentré : ça grouille et ça s'agite, de toutes parts, il faut le diluer sinon il n'y aura pas assez d'oxygène dissous pour tous et vos créatures (surtout crustacés) ne vont pas vivre longtemps. Si vous n'avez pas le temps de trier (en général il est déjà l'heure du repas !) Agitez doucement pour homogénéiser et fractionnez dans trois, quatre récipients plats ou plus (sans bouchon) en respectant la règle que la hauteur d'eau totale (diluante comprise) doit rester le tiers ou le quart du diamètre du récipient, ceci pour avoir une grande surface d'oxygénation. Si vous avez le temps vous pouvez commencer à trier les sujets les plus intéressants à faible grossissement dans une lame aquarium et les mettre dans les alvéoles de lames à puits pour les séparer ou dans un bocal plus petit . Parfois il est utile de séparer rapidement les prédateurs du genre hydre qui vous mangent allègrement les puces d'eau ! Si le prélèvement est clair : laissez le reposer tranquillement une heure ou deux, voire une nuit et prélevez ensuite délicatement au fond, sans faire de remous, ce qui se sera déposé . Pour étudier l'échantillon de façon exhaustive se reporter à la méthode décrite dans 'Aventures dans un jardin public' du même auteur dans la même collection ! Pour les irréductibles qui veulent à tout prix un filet à plancton voici un exemple : voilage pour rideaux (maille 200 µ) tendu sur armature en fil d'acier inox de 35 x 15 cm . Il est lesté par un poids de plomb (50 g) au fond et 30 g sur un bord afin qu'il puisse traîner à plat sur les algues du fond. (ne pas utiliser si grosses pierres au fond) Il est possible de le lancer à la main, le laisser dériver dans le courant et remonter doucement d'un mouvement continu en ne le laissant jamais repartir en arrière. Vous pouvez trouver des chutes de voilage chez des marchands de tissus pour rideau : apportez votre loupe pour voir la taille de la maille. Je suis sûr que vous allez améliorer ces quelques idées. Dans le même esprit voici quelques objets courants détournés de leur vocation , comme une tasse a thé en verre fin qui a juste la forme d'un Bécher, les pots de yaourts ou crèmes en verre bien transparents comme aquariums ou boites de pétri, un jeu de seringues graduées collées par la pointe sur des rondelles en bois, font des éprouvettes graduées pas chères , un flacon de médicament avec compte goutte fait un ensemble de prélèvement pratique à emmener toujours avec soi …

MONTAGE DES LAMES J.M. CAVANIHAC Dans les observation microscopiques que nous faisons, entre pour une large part le hasard : certains organismes n'existent qu'en un seul spécimen dans notre prélèvement et nous resterons peut être des années sans en retrouver un autre... Que faire pour conserver une trace de ces observations uniques ? La première idée qui nous vient est de faire photos sur photos, avec des grossissements différents, voire réaliser une mosaïque d'image pour obtenir une vue globale du sujet . Mais est ce suffisant ?? Par exemple certaines espèces de copépodes ne se différencient que par la forme des appendices servant à la nage. Si ceux ci ne sont pas nets ou sont cachés dans le plan de prise de vue il sera impossible à posteriori d'identifier l'organisme uniquement sur photo. D'ou l'alternative, utilisée depuis des décennies, peut être aussi parce que la photo était trop chère, de conserver physiquement les objets en réalisant leur montage sur lame. Cette solution permet à tout moment de revoir le spécimen, de rechercher un détail qui aurait échappé à la photo, d'utiliser d'autres techniques d'observation : lumière polarisée, contraste de phase, DIC,... le jour ou nous aurons à notre disposition des microscopes plus sophistiqués... Première étape : Avant de placer définitivement le sujet entre lame et couvre objet (définitivement, car cet assemblage est difficilement démontable et entraîne en tous cas la perte de l'objet), il faut qu'il soit apte à se conserver le plus longtemps possible: pour cela la première opération est de le fixer (c'est le terme utilisé) en l'imprégnant de substances qui stoppent les processus de dégradation en général par dénaturation des protéines. L'agent fixant le plus connu est le formol, mais l'alcool peut être utile aussi (avec de moins bons résultats), de même que l'acide acétique . On aborde ici un des casses têtes du microscopiste amateur qui est de se procurer en faible volume (et faible coût !) ce type de produit. Les distributeurs de produits chimiques vous fourniront aisément 1 litre de formol ultra pur pour 25 € mais qu'en ferez vous, sachant qu'il polymérise au dessous de 17 ° avec le temps et devient inutilisable. Donc: formol en dilution de 4 à 10 % . Pour se dépanner : un produit désinfectant pour aquarium en vente dans les animaleries (évite les points blancs sur les poissons...) contient 4% de formol dans une de ses versions et 10 % dans une autre plus quelques milligrammes de désinfectant et un colorant. La concentration devrait convenir, mais j'avoue ne pas avoir trop de recul quant à la conservation. Un fixateur 'universel' est le picro formol de BOUIN qui est un mélange de 25 % formol, 70 % acide picrique et 5% acide acétique (en vente dans magasin spécialisé en microscopie ) Un classique : le Lactophénol mais en plus de l'acide lactique il contient du phénol qui est toxique. Idem magasin spécialisé. NB: le formol n'est pas anodin pour la santé et il faut éviter d'en respirer les vapeurs. Toutes les adjonctions de produits se font directement sur la lame afin d'éviter de manipuler des échantillons fragiles. Personnellement j'utilise le Bouin. Mais à défaut un mélange de 20 ml de vinaigre, 75 ml d'alcool à 90° (alcool pour désinfection d'instruments : pas pour soigner les plaies !) et 5 ml de glycérine est un conservateur acceptable utilisable avec des temps de fixation plus longs (une 1/2 heure à 1 heure ) mais non toxique. 2° étape : LAVAGE : eau distillée ou déminéralisée : très important surtout après utilisation du formol : tout résidu va rendre l'objet cassant à long terme et va aussi le décolorer. Si on souhaite colorer , c'est le moment. 2° étape et demie : facultative : Coloration : la 'bonne' coloration est celle qui permet de colorer spécifiquement certains tissus (et pas les autres) pour mettre en évidence des structures parfois trop transparentes (ex: noyaux cellulaires...). Là encore casse tête : mais deux colorants au moins sont facile à trouver : éosine (en grandes surfaces et parfois en dosettes très pratiques) et bleu de méthylène (pharmacies). A défaut on peut essayer les colorant liquide alimentaires (voir rayon préparation pour gâteaux !). Sans trop entrer dans les détails il y a deux modes de coloration : coloration progressive et régressive. Dans le premier cas on plonge l'objet dans le colorant et on surveille la coloration : on stoppe en rinçant quand la densité souhaité est obtenue. Dans la méthode régressive on sur- colore et on plonge ensuite dans un bain décolorant en surveillant cette fois la décoloration. Par exemple pour décolorer avec l'éosine utiliser 100 ml d'alcool à 70 ° dans lequel on a mis 1 ml d'acide chlorhydrique. Toujours bien rincer ensuite. 3° étape choix du milieu de montage: la suite du processus va dépendre du milieu de montage : il y en a de deux types : milieux aqueux et résines . La résine la plus connue est le Baume du Canada (résine naturelle d'un pin) : MAIS les objets doivent être parfaitement déshydratés par passages prolongés dans plusieurs bains d'alcool absolu puis du xylène (toxique ++) . La conservation est parfaite et les anciennes lames étaient montées ainsi. Ce traitement est un peu agressif pour de petits objets qui ne supportent pas bien la déshydratation : si celle ci n'est pas parfaite la préparation va se troubler sous le couvre objet et devenir opaque. A notre niveau et tout en acceptant une durée de conservation bien moins longue (4 - 5 ans au moins quand même) il existe une technique très simple, pas chère, pratiquement applicable à tous les objets, non toxique et sous certaines conditions permettant de démonter les lames . C'est la gélatine glycérinée (GG): encore une vieille recette, mais qui vous plaira car vous pouvez la faire vous même avec de la gélatine alimentaire en feuilles au rayon pâtisserie (encore !) des grandes surfaces (ou à partir de suppositoires à la glycérine ...mais je vois d'ici votre tête en allant en acheter à la pharmacie : rassurez vous, ils existent aussi en modèle 'enfant' et vous pourrez toujours prétexter que c'est votre petit dernier qui a des difficultés à évacuer...) Pour les suppos : très simple : faire fondre au bain marie et rajouter une quantité égale de glycérine, Laisser le produit se solidifier dans un flacon à large ouverture Avec les feuilles : Faire tremper 2 grammes de feuilles de gélatine dans 10 ml d 'eau pendant 2 heures. Faire chauffer au bain marie dans le flacon définitif (de préférence à large goulot, contenance 30 à 50 ml) jusqu'à ce que la gélatine soit fondue: ajouter alors 12 ml de glycérine et remuer longuement pour bien mélanger : laisser encore 5 minutes puis laisser refroidir. Ne pas laisser bouillir !. La gélatine se solidifie mais le mélange reste souple. Il est ensuite possible d 'en retirer des petits morceaux avec une pince à épiler. Ceux ci fondent vers 50 à 60 ° C ce qui permet d 'y inclure les objets sans trop les chauffer. Il faut au préalable imprégner les objets sur la lame avec du liquide glycériné et laisser évaporer un peu : les objets doivent être justes humides . Si nécessaire retirer l'excédent avec un coin de mouchoir en papier. On peut aussi poser quelques fragments de GG (pas plus gros qu'une lentille (pas optique mais le légume!) a proximité de l'objet et laisser fondre : la GG imprégnant alors l'objet. Comment chauffer ? le plus simple est quelques secondes au micro onde: la gélatine ne doit surtout pas bouillir : faites quelques essais préalables ! S'il y a des amateurs, je décrirais un petit accessoire chauffant alimenté en base tension permettant de fondre la gélatine sur votre bureau lui même. Il y a une petite astuce pour éviter d'emprisonner les bulles, c'est d'appuyer la lamelle sur une aiguille avec l'autre côté trempant dans la gélatine fondue , puis de baisser l'aiguille tout en la retirant doucement comme indiqué ci dessous. Après cela vous pouvez observer au microscope et voir si le sujet n'a pas bougé, s'il n'y a pas de grosses bulles d'air (< à 1 mm) (sinon la dilatation de celui ci finira par décoller la lamelle) . Si c'est vraiment raté vous n'aurez pas gaspillé lame et lamelle : plongez le tout dans un verre d'eau très chaude et la GG fondra libérant ces deux éléments ! S'il n'y a pas assez de gélatine c'est rattrapable, : poser un petit fragment contre le bord du couvre objet où se trouve le manque et remettre à chauffer doucement : en fondant la GG passera sous le couvre objet par capillarité . Par contre si tout vous paraît bon, lorsque la gélatine a durci, bien nettoyer avec une vieille brosse à dents sous un filet d'eau bien froide les excédents de gélatine, laisser bien sécher puis passer une couche de vernis (à ongle incolore ou... à paillettes si vous voulez faire 'Disco' ! : le vieux vernis un peu épais que votre copine ou épouse ne peux plus utiliser est parfait ) ou de peinture à maquette (séchage rapide) à cheval sur le bord du couvre objet et la lame pour éviter toute évaporation. N'oubliez pas d'identifier le sujet sur l'étiquette de la lame, date, et mode de préparation. Pour trois francs six sous, avec du carton fort vous pouvez vous constituer des boites de rangement comme ci dessous: Je vous entends déjà demander : et le montage des protozoaires ? : il est extrêmement difficile car ils se contractent ou explosent lors de la fixation ou du montage. Vous pouvez essayer de faire des frottis en mélangeant très peu de NIGROSINE ou à défaut d'encre de chine à l'eau ou ils se trouvent sur la lame étaler, et sécher TRES rapidement. Mais çà marche un coup sur dix.

LIVRETS D'UTILISATION POUR MICROSCOPES Jean-Marie Cavanihac Dans un précédent article sur les microscopes 'jouets' que l'on peut facilement acquérir (et pour les autres aussi !) je déplorais l'absence de petits fascicules expliquant les réglages optimum à réaliser, mais surtout fournissant des idées de choses à voir et indiquant comment les préparer pour réaliser des observations intéressantes. Il est vrai qu'on ne trouve plus aujourd'hui que quelques petits livres illustrés - très basiques - à l'attention des plus jeunes mais il n'en a pas toujours été ainsi , et prenons donc notre machine à remonter le temps - disons 30/50 ans en arrière - pour retrouver quelques ouvrages d'initiation bien conçus . Au delà de leur caractère pédagogique leur grande force était de permettre une identification relativement précise des sujets rencontrés. Vous conviendrez qu'il est particulièrement frustrant d'observer un organisme - par exemple une euglène - qui est verte mais qui bouge rapidement et de se demander si c'est un végétal ou un animal avant d'essayer d'en déterminer l'espèce . (Là je suis dur avec vous car ce n'est ni l'un ni l'autre : c'est un Protiste ! A l'école primaire on apprenait qu'il y avait trois règnes : minéral, végétal et animal et tout était clair. Maintenant il y a 5 règnes du vivant (tout augmente ! ). Aujourd'hui nous avons toute la puissance des moteurs de recherche d'Internet, pour approfondir nos connaissances mais encore faut il savoir où chercher et surtout QUE chercher . De trés bonnes bases de données biologiques sont uniquement descriptives (texte) et sans être aussi exhaustives les images nous sont quand même d'un accés plus rapide . Voilà à quoi ressemble une Euglène : ci dessus x 40 , à droite x 15 , fichier vidéo AVI converti en Gif animé; (comme on dit, là ou il y a de l'euglène , il n'y a pas de plaisir ! étant donné qu'elles fréquentent surtout les eaux polluées … Bon d'accord, j'arrête les mauvais jeux de mots !) Voici mon premier ouvrage de microscopie , dans les années 60. Il est un peu détérioré car ouvert maintes et maintes fois , mais il était écrit par un passionné (Henri COUPIN) et illustré de plusieurs planches dessinées à la main permettant d'identifier comme celle montrée ci contre, des animaux aquatiques. Couverture de l'ouvrage Un autre objet du passé : un coffret de réactifs de la même époque :. Le coffret comprend du fixateur , des colorants et un milieu de montage, (Picroformol de Bouin's , acide acetique , hypochorite, safranine, gélatine glycérinée , bitume de Judée ) plus quelques instruments : aiguille lancéolée, verre de montre, … ET un petit livret très bien fait indiquant l'usage des produits et la manière de s'en servir . (j'ai retrouvé quasiment le contenu intégral de ce livret sur un site internet d'un distributeur de microscopes étranger !) Plusieurs années plus tard , j'ai acheté dans un magasin Parisien spécialisé en Astronomie et Microscopie un autre ouvrage, d'aspect plus sérieux et plus ancien, dont je me demande toujours si c'est une édition originale d'époque ou une copie : mais vu la couleur jaunie des pages je penche pour la première hypothèse . Il a été écrit en 1947 par un scientifique, G. DEFLANDRE, Professeur au Collège de France (pas moins) qui se désolait déjà de la perte d'attrait pour la microscopie . Il est particulièrement intéressant car documenté avec plus de deux mille dessins à la plume répartis par familles. A cette époque d'éminent professeurs n'hésitaient pas à réaliser de tels ouvrages de vulgarisation . On s'étonne de nos jour de ce que la science effraie les gens, mais encore faudrait il qu'il y ait des personnes de confiance qui se donnent la peine de vulgariser et d'expliquer…. Couverture de l'ouvrage et l'une des quelques planches en couleur Mais essayons d'être constructifs : c'est peut être le rôle des E-zines (magazines électroniques ..) comme Microscopies, MikrOscOpia ou encore Micscape de prendre le relais de ces ouvrages avec en plus non pas un seul auteur mais une multitude de participants (vous !) explorant chacun des domaines différents et complémentaires. J'ai essayé, modestement, pour ma part de constituer une base de donnée en images permettant l'identification des organismes observés (les plus courants du moins ) et donnant quelques notions de microscopie dont un essai de microscope virtuel. A l'origine c'était pour mes enfants mais il grandissent plus vite que ce que j'arrive à faire (et il est vrai aussi que j'ai toujours de nouvelles images à y ajouter ) . Le dossier , sur CD ROM, est réalisé sous Microsoft Power Point, logiciel bien connu pour animer des présentations. Les images sont incluses dans les fichiers 'présentation' , les liens entre pages sont faciles à faire et il y a quelques effets d'animation. Une vingtaine de vidéo est accessible ainsi qu'un Quizz. Ce logiciel est intéressant car la visionneuse (gratuite) est installée sur le CR ROM ce qui permet une exécution automatique des quatre fichiers 'présentation ' totalisant 30 MO Ci dessous sont présentés en format 'timbre poste' quelques uns des écrans des 150 diapos comprenant plus de 400 images. C'est particulièrement agréable à utiliser car on peut y introduire une part d' interactivité . (zoom sur image, liens avec un lexique, navigation par thèmes en cliquant sur les objets dans le bureau du navigateur …) Ce serait une bonne idée d'en faire de même sur votre ordinateur (même si vous n'avez pas de graveur de CR ROM) . Il y a de nombreux logiciels freeware qui permettent d'organiser des albums de photo . (NB : la qualité des images est meilleure que dans un format HTML et vous avez bien moins de fichiers à gérer) C'est une activité créative : essayez la, car elle oblige à rechercher des données pour identifier les espèces (voir sur le Net …) et vous découvrirez des tas de choses j'en suis sûr. Une fois fait, oubliez votre travail quelques mois, puis, un jour d'hiver gris et pluvieux, lancez votre logiciel et vous serez étonné de ce que vous avez réalisé . Vous pouvez même rajouter votre nom au générique comme producteur, réalisateur, conseil scientifique, caméraman, responsable des effets spéciaux et bien sûr … spectateur !

DEMARRER EN MICROSCOPIE - II Que voir ??? (suite) par J.M. CAVANIHAC - allez visiter les pièces d'eau dans votre jardin public, jardin tout court, vasques des fontaines de villages, anciens abreuvoirs, anciens lavoirs...bref, partout ou il y a de l'eau et des dépôts verdâtres : ne prenez pas que de l'eau mais grattez ces dépôts, prélevez un peu de vase au fond , des filaments d'algues flottantes ... vous en aurez au moins pour une bonne semaine d'observation entre les diatomées, protozoaires, puces d'eau, rotifères, ostracodes, larves d'insectes copépodes d'eau douce, amibes et j'en passe ...! images: de gauche à droite et de haut en bas : clostérium, cosmarium (x 40), pediastrum, spirogyres, daphnie (puce d'eau) , ostracode, copépode d'eau douce, au 15 x - prélevez des mousses vertes humides (attention ! : pas des lichens qui sont secs et mettent plusieurs années à pousser ) imprégnez les d'eau, laissez reposer une nuit et pressez les comme des éponges : vous trouverez dans l'eau qui s'écoule des rotifères, vers, tardigrades (plus rares...) Rotifères : lecane, rotifer vulgaris, ver nématode, 2 amibes, objectif 15 x - pour ceux qui ont la chance de vivre prés de la mer : observer des vieilles cordes ou morceaux de bois immergés et prélever quelques algues qui poussent dessus : en les agitant dans de l'eau de mer vous ferez tomber des diatomées aux formes extraordinaires : laissez décanter et observez : vous aurez probablement une douzaine de copépodes , de petits crustacés ou de larves diverses en prime... images : diatomée coscinodiscus, striatella, gyrosigma, larve pluteus d'oursin - grattez un peu les poissons (pas les surgelés panés !) et observez la diversité des écailles: écailles de limande ici : (mosaique 6 images x 15) Juste une dernière recommandation , sans faire trop 'écolo' ( je suis pourtant de la génération 68 … Bonjour l'ancêtre !…) ne prélevez pas trop d'échantillons : inutile d'arracher une plante entière pour récolter des poils ou du pollen (une fleur ou une feuille ou deux suffisent) ou un kilo de mousse pour voir des rotifères. Respectez la nature, il y a déjà assez de gens qui la dégradent. Idem avec les prélèvements liquides, mais là c'est vous qui serez bien ennuyés quand il faudra transporter des litres ! . Essayez plutôt de concentrer les prélèvements sur place par filtration (tissu fin, vieux collants…) et diluer le résultat dans 100 ml d'eau locale. Dernier point et là, c'est très important : éviter les prélèvements dans des zones à risques, en particulier à la campagne : pollution par le crottin, lisier ou fosses septiques avec des micro organismes PAS DU TOUT SYMPATHIQUES pour nous: virus de l'hépatite A ou bien le Bacile du Tétanos par exemple . Portez des gants à usage unique (en latex : pas en plastique thermo-soudé car étanchéité = 0) , désinfectez votre matériel de prélèvement et d'observation après usage (trempage prolongé dans eau javellisée par exemple, ou alcool à 70° ) . Ne remplissez jamais une pipette en aspirant avec la bouche: utilisez une poire en caoutchouc (cela va sans dire mais mieux encore en le disant..) . Attention aux coupures sur les doigts (celles faites par des morceaux de couvre objets sont souvent invisibles...) qui peuvent s'infecter avec des échantillons contaminés. Si ces quelques images ne vous ont pas définitivement convaincus de l'infinie diversité du monde microscopique et des heures passionnantes que vous pourrez passer à ramasser des échantillons, observer, classer, identifier …faire des découvertes inattendues (même dans des endroits ou vous êtes passés dix fois, car les organismes changent selon les saisons…), alors laissez tomber, utilisez votre microscope comme presse papier et scotchez vous devant la télé ….!

DEMARRER EN MICROSCOPIE - I Que voir ??? par J.M. CAVANIHAC Le monde microscopique est un univers fascinant et sans cesse renouvelé : le microscope est même devenu le symbole du scientifique. L' attrait était tellement vif, fin 19 ° début 20° siècle, que la microscopie était presque devenue une activité de 'salon' , ... à une époque ou la science était 'amusante' et ne faisait pas encore peur… Cet attrait n'a pas toujours été aussi marqué en France que dans d'autre pays et il faut saluer la présence de sites sur internet tels que MikrOscOpia, ou Micscape qui pourraient avantageusement remplacer ces petits ouvrages d'initiation de l'époque qui contenaient de merveilleux dessins à la plume représentant les organismes que l'on pouvait observer. A voir les kits de microscopes qui fleurissent à l'époque de Noël et leur prix défiant toute concurrence, il y aurait, semble-t-il, toujours un attrait potentiel de la microscopie pour les plus jeunes. Hélas ces microscopes ont beaucoup de pièces en plastique (y compris parfois les lentilles !) ce qui leur confère une faible qualité optique, aggravée par le manque de rigidité du statif : Il est rarement possible de les utiliser au delà d'un grossissement de 100 fois. Mais il est surtout regrettable qu'il n'y soit joint aucun fascicule qui donne des conseils sur la façon de préparer les objets ainsi que des idées de choses à découvrir . Et croyez moi on peut passer à coté de beaucoup de choses intéressantes , et être déçu, y compris par un microscope de prix. Première recommandation : le microscope voit au travers des objets ce qui signifie qu'ils doivent être les plus transparents possible à la lumière : pour ce faire il faut qu'il soient les plus minces possibles ET/OU qu'on les rende transparents. Première condition qui peut être réalisée avec l'utilisation d' un microtome, mais qui n'est pas indispensable pour commencer. Par contre il est FONDAMENTAL de transpariser les objets : comment ? simplement par l'observation en milieu liquide. Faites ce test : posez quelques grains de pollen de fleur sur une lame à sec et à l'observation vous ne verrez que quelques tas noirâtres très décevants. Mais posez les dans une simple goutte d'eau avec le couvre objet par dessus pour réduire l'épaisseur , et toute la richesse de leurs détails vous apparaîtra. Convaincus ?? . Certains objets sont un peu difficile à mouiller (insectes...) Voici une recette ancienne mais simple d'un liquide glycériné , qui évite aussi à vos objets de sécher pendant plusieurs jours : mélanger 1/3 eau distillée, 1/3 glycérine, 1/3 alcool à 70° et bien agiter. On peut utiliser pour faire 30 ml de solution : 8 ml glycérine, 10 ml eau et 12 ml alcool (pour compenser l'évaporation de l'alcool et la viscosité de la glycérine) Si on veut faire encore plus simple, sans aucuns additifs,, il suffit de prélever un goutte dans les dépôts verts que l'on trouve au bords des ruisseaux, fontaines ou bords de mer ...nous y reviendrons Deuxième recommandation : toujours démarrer au plus faible grossissement pour repérer toute la surface à explorer, centrer les zones les plus intéressantes au milieu du champ de vision et passer ensuite aux objectifs de grossissement supérieur. Ne pas fantasmer sur les très forts grossissements : les observations les plus intéressantes se font avec les objectifs de 4 à 20 fois . Le 10 x est vraiment universel . L'usage du 40 x ou du 60 x ne se justifie que dans 15 à 20 % des cas. Privilégier aussi le réglage de l'éclairage qui est très important et utiliser le diaphragme pour limiter l'éclairement juste au champ couvert par l'objectif (et PAS PLUS) pour obtenir le meilleur contraste : un objectif de 4 x possède un champ de vision d'environ 4 mm alors que celui de 40 x est de moins de 0,5 mm. Par ailleurs la fermeture du diaphragme augmente la profondeur du champ de vision. Pour reprendre le thème de l'introduction, il m'arrive souvent de voir des adolescents qui ont un microscope qui pourrait leur servir à un bon début même s'il n'est pas très performant, mais qui n'ont aucune idée de ce qu'il pourraient voir avec . Pourtant avec un peu de réflexion, les sujets sont innombrables si on leur applique un minimum de préparations telles que décrites ci dessus. En résumé on peut observer n'importe quoi mais pas n'importe comment. Quelques idées en vrac : (mais pour ne pas ralentir le chargement de la page, les image sont été 're-samplées' dans des format plus petits ) et celle ci divisée en 2 parties - dissoudre une cuillère à café de sel de cuisine dans un verre d'eau tiède, bien remuer, laisser reposer, prélever une goutte, laisser évaporer sur la lame (sans couvre objet ) et observer les belles cristallisation cubiques régulières. - fibres de tissu, laine, lin, coton, soie, synthétique… avec un peu d'habitude vous deviendrez un vrai détective… - vous avez bien un papillon ou deux coincés dans la calandre ou sous l'essuie glace de votre voiture : prélevez de la poussière des ailes (écailles ..), trompe, pattes, oeil à facettes... Photos ci dessous : écaille des ailes, facettes de l'œil (15 x) Acarien (15 x) - poils des plantes (hé oui ! elles en ont aussi..) : regardez les plantes même sauvages, même sur votre balcon, géraniums, lierre, chrysanthèmes…, et en détachant un petit morceau d'épiderme avec une pince à épiler, (plus facile sur les tiges que sur les feuilles ) que vous placerez dans une goutte de liquide, vous découvrirez une grande variété de poils aux formes plus extraordinaires les unes que les autres... - grand classique : les cellules de l'oignon : (ne soyons pas sectaires ça marche aussi avec l'ail, même si l'épiderme est un peu plus difficile a détacher). Savez vous que si l'oignon a un peu 'germé' et si vous prélevez à proximité des parties vertes vous pourrez aussi voir des stomates ?: dernière image colorée à l'éosine, les autres images sont de droite à gauche :poil de chrysanthème, poils de feuilles, (ne me demandez pas l'espèce !) - prélever un peu d'eau dans un vase de fleurs où elles ont séjourné un jour - ou mieux deux - (sans changer l'eau ), gratter la tige immergée des fleurs : protozoaires à gogo... quelques protozoaires fixes (pour changer …) : peritriche, opercularia, vorticelle, suctoria, Suite dans le prochain article....

Il y a 16 ans j’avais déjà fait un article sur un sujet similaire, mais depuis j’ai pu rencontrer d’autres images plus intéressantes, à partager avec les lecteurs de Mik-mag .Ces images montrent comment la métamorphose peut modifier l’apparence de la forme adulte par rapport à celle de la larve à tel point que la correspondance n’est pas toujours simple à réaliser. Les exemples ci dessous montrent des formes larvaires qui, du moins pour moi, sont plus agréables à voir que les adultes (mais vous savez, les goûts et les couleurs… !) Il s’agit d’images de spécimens vivants, relâchés ensuite dans leur milieu. Un de mes sujets préféré est l’oursin qui est à lui tout seul une mine d’observations (voir article à son sujet ). L’adulte ici à droite est couvert d’épines mobiles (elles sont montées sur une sorte de rotule) aidées par des podias souples équipés de ventouses qui servent donc aux déplacements et à la fixation sur les rochers. A gauche nauplius d’echinocardiun cordatum. L’adulte n’est pas de la même espèce Ci dessous nauplius de l’oursin adulte vu ci dessus, avec un très jeune adulte où l’on distingue les prémisses des piquants et des podias …L’image de gauche est prise en lumière polarisée qui mets en évidence la structure calcaire des bras de la larve . Les tuniciers sont des organismes filtreurs, aspirant l’eau de mer par un siphon et la filtrant pour se nourrir, au travers de fentes ciliées que l’on voit bien sur l’adulte. La larve d’ascidie ci dessous est probablement celle d’une claveline Un autre tunicier, le botryllus . La larve nageuse est à gauche et à droite une première étape de métamorphose après fixation (Eclairages Rheinberg) A gauche un jeune adulte montrant un siphon sur sa droite et les premières traces de pigmentation. Image de droite une colonie d’adultes (in situ) : Balanus : Un cirripède, peut être le moins sympathique organisme de cette collection, l’adulte possédant des plaques calcaires plutôt tranchantes pour nos pieds ! La forme larvaire nauplius se transforme en larve cypris, qui ne s’alimente pas jusqu’à ce qu’elle se fixe et se transforme en adulte : le lien ci joint de l’ancien article montre une animation de balane capturant des particules alimentaires avec ses cirres : http://www.microscopies.com/DOSSIERS/Magazine/Articles/JMC-Larves2/larves2.htm Un autre cirripède : la larve de Peltogaster paguri , qui pourrait disputer à la balane son rôle peu sympathique ! Elle est très élégante, le corps étant entouré d’un flotteur de forme torique. Malheureusement, après plusieurs métamorphoses, l’adulte l’est moins puisqu’il s’agit de la sacculine qui est un parasite du crabe et des bernard l’hermites (pagure) et comme son nom l’indique prends la forme … d’un sac à l’extérieur de l’hôte. (dans le hit parade de la beauté, là, on touche le fond ! ). Mais le pire c’est que cet adulte étends des ramifications à l’intérieur pour prendre le contrôle total de l’hôte qui ne vit plus alors que pour nourrir le parasite ! Pour la petite histoire j’ai mis 19 ans avant de pouvoir mettre un nom sur cette larve peu commune .. Image composée manuellement à partir de 8 images élémentaires Les Crabes ont deux étapes larvaires: Zoea puis Megalops : illustrées ci dessous : le stade megalops ressemble déjà à un adulte avec la partie caudale qui va se résorber. A gauche le stade Zoea est photographié en éclairage de Rheinberg et a droite il s’agit d’un échantillon conservé depuis 22 ans ! (coloration éosine) BONUS ! une larve d’une créature que je n’avais jamais trouvée pendant vingt ans de récolte d’échantillons ! larve d’ Amphioxus (lancelet) . L’adulte est difficile à prélever car il s’enfonce dans le sable : on voit les deux premières fentes ciliées Encore plus étrange est la forme de la larve du ver phoronide aussi appelé ver « fer à cheval » car les tentacules de son lophophore sont disposées en forme de fer à cheval ) . La larve que j’avais prélevée à l’époque s’est métamorphosée dans son mini aquarium pour donner le jeune adulte ci dessous ! On distingue sur l’adulte le tube digestif, deux gros vaisseaux sanguins et le lophophore à droite La larve ci dessous et l’adulte (à 15 ans d’intervalle) ne sont pas de la même espèce ! Un dernier ver (pour la route ? !) Larve pillidium du ver : Nemerta . La plus longue espèce atteindrait 55 mètres . Deux images prises à des niveaux de focalisation différents. La masse sombre au centre est le jeune adulte en développement : Mots clés : larve, oursin, phoronide, pilidium, nemerta, balanus, nauplius , botryllus , ascidien, porcelanosa, peltogaster, tunicier, amphioxus, zoea, megalops

test

TEST

Bonjour Dominique J'ai ça : https://nematode.unl.edu/key/nemakey.htm Mais il me semble que j'avais téléchargé des planches détaillées... Faut que je cherche dans le DD ! Amités JMC

Bonjour Très instructif ...Le petit vers évoque un nématode, un détail de la tête à plus fort grossissement pourrait aider à identifier l'espèce .. (pas facile je sais, ça se tortille beaucoup !) . Amitiés JMC

Bonjour Dominique encore une étude qui nous apprends des choses surprenantes : je n'aurais pas imaginé que le déploiement des ailes soit de nature "hydraulique" ! Est ce le même mécanisme pour les élytres qui ont une masse plus conséquente ,? Amitiés JMC

Bonjour Jolie images y compris les macros. Je m'interroge cependant sur le choix du ricin comme plante décorative compte tenu de la toxicité de la ricine; Peut être ici une variété moins toxique que le ricin sauvage ? Amitiés JMC

Bonjour Félicitations à Dominique pour cette série sur le calamar ! J'admire la patience car la dissection de cette masse blanchâtre n'est pas aisée ! Pour le système circulatoire, la logique voudrait que le coeur Central se contracte une fraction de secondes après les coeurs branchiaux, une fois que le sang oxygéné y est revenu après son passage dans les branchies (par analogie avec le système oreillettes/ventricules des vertébrés). C'est vrai que ce n'est pas visible dans la remarquable vidéo... Amitiés JMC

Bonjour Il n'y a pas de rubrique "documentation" aussi je poste ici ce lien du Michigan Technological University , il s'agit d'un "open book" (accès libre) dont tous les chapitres sont intéressants avec des conseils pour les préparations etc ...Un gros travail bien présenté qui peut aider à l'identification des sujets et à la microscopie en général. ! Le plus souvent les sites en .edu sont pérennes mais libre à vous d'en faire une archive ! (1200 MO !) Le titre Bryophytes ecology est un peu réducteur mais on y trouve des chapitres sur protozoaires , rotifères etc Le volume 2 qui donne des images de rotifères inclue aussi, fungi, insectes, et autres habitants des bryophytes par exemple Volume 3 : modes de collecte et observation, coloration, montage (appliqués aux mousses mais utilisables ailleurs) Volume 4 mousses...(1740 pages quand même ) https://digitalcommons.mtu.edu/oabooks/4/ Amitiés JMC

Bonjour Complément de ce vieux post avec une diatomée que j'aime bien : Amitiés JMC

Bonjour Très belle étude comme d'habitude ! J'admire la précision des coupes... Les aspérités chitineuses de l'estomac rappellent fortement celles de la radula des patelles. Amitiés JMC

Bonjour Merci Dominique pour ces explications... Souffrant d'un gros eczéma dans ma prime enfance (ce qui a empêché les vaccinations habituelles) et d'une MICI depuis 40 ans, j'en déduis que j'ai des LT mal éduqués Amitiés JMC

Bonjour Intéressante étude ! La question que je me pose est la suivante : si le thymus sert à la maturation des lymphocytes, qu est ce qui le remplace ensuite à l'âge adulte lors qu'il s'atrophie ? Amitiés JMC

Bonjour, Toit à fait d'accord sur la variabilité des prélèvements en un même lieu mais les paramètres influents sont tellement nombreux et nous n'avons pas toujours les moyens de les apprécier , (pH, teneurs en sels dissous...). C'est encore pire pour les échantillons marins avec l'influence des courants, marées etc . Si la quantification est difficile à notre niveau , j'ai par contre l'impression que le plancton marin est assez constant en quantité mais avec moins d'espèces différentes qu'il y a par exemple 20 ans Amitiés JMC

Bonjour SDS, Voici la table du contenu et une des pages de la biblio de références. D'après ce que j'en ai lu il n'y a pas d'analyse spécifique par régions UK mais plusieurs exemple de lieux de prélèvements. Merci pour la photo de Brian Moss, j'ignorais qu'il était aussi contrebassiste Amitiés JMC

Bonjour, je signale l'ouvrage en titre de Brian Moss qui, pour moi qui ne pratique pas beaucoup les mares et lacs, est intéressant du point de vue de l'écologie de ces milieux. Il propose en outre 45 pages de clés diverses utilisant des termes plus communs et compréhensibles que les clés classiques . Écrit en Anglais mais facile à lire . 25 ou 26 Euros couverture : et exemple de clé : Amitiés JMC

Bonjour Oui en effet il faut chercher la cause avant de changer le fusible... L ohmmètre peut donner une indication de court circuit mais cela peut venir d'un court circuit partiel entre spires du filament qui augmente la consommation de l'ampoule.. Pour le calibre du fusible en 220, il faut se dire que la puissance reste la même ; si on consomme 150 VA en 110 volts on en consomme autant en 220 donc un courant 2 fois moindre Amitiés JMC

Bonjour, Si je puis me permettre , les caractéristiques des fusibles sont gravées sur les bouts métalliques du genre 110V 1,5 A T (pour temporisé , F pour rapide ) ... Si le micro consomme 1,4 ampères et en tenant compte de l'appel de courant à l'allumage c'est soit un fusible 1,5 A T ou un 2 A F... Amitiés JMC

Bonjour photo non visible... voir procedure d' insertion de photo dans le post... réduire la taille a 200 ko! Amitiés JMC