Jean-Marc Babalian
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Posts posted by Jean-Marc Babalian
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Salut,
Les éclairages obliques sont souvent différents d'un micro à l'autre, on ne peut pas faire de généralité, y a le choix il faut les tester.
A+
JM
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Les résultats sont excellents,
t'est-il possible de moins contraster certains endroits car ils deviennent trop foncé à mon avis ?
En tout les cas j'essaierai bien !
JM
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Oui très bon !
JM
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hello,
Très beau et très intéressant, cela méritait vraiment de voir cela !
A+
JM
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Très jolie cilié, et belle vidéo comme d'habitude.
JM
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Et bien alors bravo Francisco !
JM
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Hello,
I think I have already seen it on the amateurmicrography forum. It was made by fpelectronica. It is very amazing.
J'ai déjà vu la video sur le forum Américain, elle est faite par fpelectronica, et la vidéo est splendide !
JM
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Très très intéressant, cela permet de regarder cette animal banal d'une autre manière.
JM
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Très belle vidéo !
JM
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Bonjour tryphon,
Oui le diaphragme de champs et d'ouverture,
Ce microscope est superbe, mais pas parfait, et au vu du niveau d'exigence sur ce modèle il aurait pu faire cette option.
Je vais me plaindre :lol:
A+
JM
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Salut,
Les objectifs des coolpix 990-995-4500 possède un filetage identique aux oculaires périplan de diamètre 23,2mm. Le filetage doit en être en 28mm, il me semble.
L'autofocus fonctionne. C'est à mon avis un des meilleurs montages qui a existé sur des année, et je l'utilise encore sur mon Laborlux S. On est juste limité par le capteur.
cdlt
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Salut Phil,
Je l'ai trouvé après beaucoup d'attente, sur E..y pour pas trop cher. J'avais un excellent dialux 22EB avant, donc le passage a été facile, tous les accessoires sont compatibles.
Un axiophot, ben oui c'est chouette aussi, par contre vérifie bien qu'il est bien équipé, par ce que après les accessoires et objectifs coutent une blind.
Les objectifs sont en infini.
A+
JM
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Salut Phil,
Oui c'est mieux, quelles sont les modifications que tu as apporté ?
JM
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Oui, je suis d'accord.
Merci
JM
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Il y a effectivement un endroit "théorique" pour placer le flash, mais :
1- J'ai remarqué que dans la boite à lampe, juste entre le collecteur et la LED, je n'avais pas du tout la même puissance que lorsque je place le flash devant le collecteur, dans le statif du microscope (voir les photos sur le descriptif de l'Aristoplan). Dans le collecteur je suis souvent obligé de mettre le flash sur 1/4-1/2 de puissance alors que dans le statif je suis souvent à 1/16-1/8e.
2- Quand le flash est dans la boite à lampe, l'éclair est beaucoup plus grand que la dimension du filament, est ce que l'éclairage de Kohler est respecté ?
Par ailleurs, l'utilisation du flash avec un miroir réfléchissant est évidemment un moyen provisoir de mettre en place "électriquement" son process, il faut à mon avis, finir par placer, soit le flash entier, soit l'ampoule, dans le chemin optique en avoir toute sa puissance.
A+
JM
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Salut cosinus,
Bon je ne vois pas beaucoup la différence, je dirai même que je préfère la première à la deuxième,
Qu'en penses tu ?
Comment je fais pour régler mes paramètres de prise de vue :
Je photographie un objet fixe et qui est sur un seul plan : de belles diatomées par exemple.
Cela me permet de régler la vitesse d'obturation du second rideau, avec ou sans flash. Et je suis sûr d'être net à chaque fois.
Une fois que je domine et que je connais mes paramètres sur le bout des doigts (c'est le cas de le dire), je passe aux ciliés.
Là, je pense qu'il y a 2 problèmes :
- Le premier, tu prends un stentor,très gros cilié, déjà difficile à prendre de part son volume.
- Le deuxième, je ne comprend pas que tu dois jouer sur la distance de ton flash , dans ce cas comme cela manque de lumière, cela veut dire que ton flash est très près du collecteur mais que tu manques de puissance car manifestement il a fallu que tu éclaircis la dernière ?. Tu ne peux pas régler la puissance de ton flash en manuel, ni par le reflex ?
A+
JM
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A partir du moment ou l'on souhaite prendre des photos au flash, il n'est pas utile de monter trop la puissance d'éclairage conventionnelle, de sorte à ne pas avoir de trainée fantome dû à la durée d'ouverture de second rideau (1/250e pour mon canon 600D). A cette vitesse les mouvements de cils commencent à se flouter.
JM
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Bonjour Phil,
Ben elle sont biens tes photos...
Mais :
- Est ce que ton 40X est bon ?
- Fermes tu suffisamment l'ON de ton condo ?
- Stacking : oui si elle ne bouge pas :D donc essaie !
- Changer de caméra, pas forcément, la résolution à l'air bonne, mais à quelle vitesse prends tu les photos. 3mp avec ou sans interpollation ? J'ai utilisé pendant plusieurs années un coolpix 995 de 3,4 mp avec beaucoup de plaisir.
- Il me semble que le nex 5 n'a pas de socket pour un flash autre que celui intégré.
- Si ta préparation n'est pas suffisamment fine, il est très difficile voir impossible de photographier les cirres et le corps.
- Est ce que ton éclairage est assez puissant ? Cela permettrait d'accélérer la prise de vue. ?
A+
JM
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Seb,
Je trouve ton sujet interessant et les photos sont bonnes, je suis pour que tu continus, avec les poils que tu veux ! :D
JM
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Belle image, cheveux bien hydratés car les écailles sont bien collées :D
JM
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Bonjour
En complément, les connections du flash intégré dans le socle du microscope avec l'APN ou le reflex.
L'appareil est maintenant équipé d'un reflex Canon 600D avec un objectif de 50mm vissé sur le vario de Leitz 5x-12,5x.
L'ensemble équivaut à une lentille relai variant de 1x à 2,5x
La lampe à éclat d'un flash YN 460 est intégré dans le socle. La lampe est toujours connecté au flash. Ce flash permet l'utilisation du réglage manuel de la puissance d'éclat (en fait la durée) qui doit être environ entre 1/16000 et 1/800e
Le flash est connecté au canon 600D via le socket.
Le canon 600D est commandé par un déclencheur électronique.
A+
JM
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Spathidium peut-être S.syrtis
Dimension environ 100 µm
Vacuole pulsative visible
Prise de vue :
PL FLuotar 16 PH
PL Fluotar 40 DIC
Canon 600 D flash intégré 1/3200e
JM
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Très interessant !
A+
JM
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Hello,
Après les essais très interessants et les très bonnes photos d'Olivier, voici quelques photos du même sujet.
Les spermatozoides ont été dilués dans le l'eau, ce qui les a tué pour la plupart, puis la lame a été laissé à l'air libre pour sécher. L'ensemble a été monté dans du Zrax. Je trouve que le résultat n'est pas à la hauteur de ce que j'espèrais. Il vaudrait mieux fixer sur la lamelle pour avoir moins de media. Puis essayer également avec divers colorants.
Photo au 100/1,40 DIC, GX=1600 on remarque la vacuole. Cela donne un petit effet lunaire à la photo!
63/1,40 Contraste de phase; on remarque un rétrecissement assez franc au bout du flagelle : La pièce terminale (environ 10µm). Elle ne contient plus que les microtubules (9+2) de l'axonème.
Enfin une photo prise également avec le 100/1,40 en DIC mais Gx= 3000, (exagerement grossi)
J'ai indiqué par des flèches 2 ou 3 points, que je ne sais pas ce que c'est. Artefact, centrioles (mais je ne pense pas) ?
A+
JM
Ciliés: coloration au Protargol
in - Préparations microscopiques
Posted
Pour ma part, je trouve que la coloration de Phil permet de voir des détails que l'on ne voient pas avec d'autres type d'éclairage, pour peu évidemment que cela ne soit pas des artefacts de la coloration, mais il ne me semble pas.
A+
jM